BỘ Y TẾ GIÁO TRÌNH
KÝ SINH TRÙNG
THỰC HÀNH
(DÙNG CHO ĐÀO TẠO CỬ NHÂN XÉT NGHIỆM)
MÃ SỐ: ĐK.01.Z.15
LỜI GIỚI THIỆU Thực hiện một số điều của Luật Giáo dục, Bộ Giáo dục & Đào tạo và Bộ Y tế đã ban hành
chương trình khung đào tạo Cử nhân xét nghiệm. Bộ Y tế tổ chức biên soạn tài liệu dạy – học các
môn cơ sở và chuyên môn theo chương trình trên nhằm từng bước xây dựng bộ sách đạt chuẩn chuyên
môn trong công tác đào tạo nhân lực y tế.
Giáo trình KÝ SINH TRÙNG THỰC HÀNH được biên soạn dựa vào chương trình giáo dục của
Trường Đại học Y Dược TP Hồ Chí Minh trên cơ sở chương trình khung đã được phê duyệt. Giáo
trình được PGS.TS. Lê Thị Xuân (Chủ biên), CN. Võ Thị Mỹ Dung, CN. Nguyễn Thị Hiện, CN.
Trịnh Tuyết Huệ, CN. Nguyễn Hồ Phương Liên biên soạn theo phương châm: kiến thức cơ bản, hệ
thống; nội dung chính xác, khoa học; cập nhật các tiến bộ khoa học, kỹ thuật hiện đại và thực tiễn Việt
tâm hơn nữa là sinh viên phải biết được ưu, nhược điểm của các phương pháp được chọn, phải
hiểu ích lợi và hạn chế của nó. Sinh viên cần phải biết lựa chọn các phương pháp chẩn đoán phù
hợp với từng loại ký sinh trùng và từng loại bệnh phẩm.
Nội dung các kỹ thuật trình bày trong giáo trình này có thể không được đầy đủ, nhưng nó
cũng chứa đựng các phương pháp phổ biến nhất và đủ dùng cho các phòng xét nghiệm lâm sàng ở
nước ta.
Trong cuốn giáo trình này, chúng tôi đã cố gắng trình bày những điểm đặc trưng về hình thể để
phân biệt ký sinh trùng và giải thích làm thế nào để xác định chúng.
Phần ba: Phụ lục, giới thiệu các hóa chất thường dùng trong xét nghiệm ký sinh trùng đường ruột;
các hóa chất, thuốc nhuộm và môi trường trong xét nghiệm nấm.
Những hình ảnh minh họa, mặc dù không hoàn chỉnh nhưng cũng khá đầy đủ về số lượng và
chất lượng, cung cấp một cách khái quát về hình thái của ký sinh trùng và vi nấm cũng như các kỹ
thuật phát hiện chúng.
Các tác giả là những người làm việc ở phòng thí nghiệm trong nhiều năm qua và có kinh nghiệm
giảng dạy về môn Ký sinh trùng, hy vọng rằng cuốn sách này sẽ cung cấp những thông tin có giá trị cho
sinh viên nhằm giúp họ có kiến thức về thực tiễn chẩn đoán ký sinh trùng, giúp cho việc phòng, chữa
bệnh đạt hiệu quả.
Do trình độ và thời gian có hạn, chúng tôi không tránh khỏi những thiếu sót về chuyên môn
cũng như in ấn, rất mong nhận được sự góp ý của các sinh viên và đồng nghiệp để lần xuất bản
sau giáo trình được hoàn thiện hơn.
Xin chân thành cảm ơn.
CÁC TÁC GIẢ
CÁCH SỬ DỤNG VÀ BẢO QUẢN KÍNH HIỂN VI
Đa số ký sinh trùng (KST) không thể nhận thấy bằng mắt thường mà cần có những dụng cụ
quang học để phóng đại chúng lên như kính lúp, kính hiển vi. Tùy theo yêu cầu của kỹ thuật, kính
hiển vi còn cần có những phụ tùng để đo kích thước KST, tụ quang nền đen,…
1. NHẮC LẠI CẤU TRÚC CỦA KÍNH HIỂN VI
Kính hiển vi là một công cụ thường dùng và quan trọng nhất của một phòng xét nghiệm KST.
Kính hiển vi có thể có những hình dạng khác nhau tùy theo mẫu sản xuất, nhưng cấu tạo cơ bản
giống nhau, gồm có những bộ phận:
Thị kính là một thấu kính nằm ở phía trên để mắt nhìn ảnh qua vật kính. Có 3 loại thị kính
x5, x10, x15; loại x10 thường được dùng nhiều nhất.
Ống kính là một ống mà ánh sáng phải đi qua từ vật kính đến thị kính và có chức năng giữ
thị kính và vật kính nằm cách nhau một khoảng nhất định.
Đĩa mang vật kính là một bộ phận có 4 lỗ để gắn vật kính, khi xoay sẽ đưa vật kính cần sử
dụng vào ống kính.
Vật kính: ánh sáng đi qua vật quan sát rồi đến thấu kính này. Có 4 loại vật kính, nhưng
thường dùng 3 loại:
– Vật kính x10: có thị trường lớn nhất, sau khi điều chỉnh để thấy rõ mẫu vật, vật kính này
thường cách kính mang vật khoảng 16mm.
– Vật kính x 40: có độ phóng đại trung bình, sau khi điều chỉnh để thấy rõ mẫu vật, vật kính
này thường cách kính mang vật khoảng 4mm.
– Vật kính x100: có độ phóng đại lớn nhất, sau khi điều chỉnh để thấy rõ mẫu vật, vật kính
này thường cách kính mang vật khoảng 1mm. Sử dụng vật kính với dầu soi kính và dùng ốc vi cấp
để điều chỉnh.
Kính tụ quang: tập trung ánh sáng.
Màng chắn ánh sáng: để cho ánh sáng qua nhiều hay ít để vào vật kính.
Gương tròn dùng để lấy ánh sáng, thường có 2 mặt:
– Mặt lõm: khi sử dụng vật kính x10, x40.
Để gương nghiêng, mặt phẳng ra phía ngoài để tránh bụi.
Che kính hiển vi bằng bao của kính. Cất kính vào đúng chỗ của kính, để lui vào phía trong,
đừng để mấp mé phía ngoài.
CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Trình bày cách sử dụng kính hiển vi để quan sát một mẫu phân tươi.
2. Khi sử dụng kính hiển vi để soi lam máu, anh (chị) cần chú ý đến yếu tố nào để có thể nhìn
thấy rõ KST sốt rét (KST SR) trên phết máu nhuộm?
3. Sau khi soi lam máu tìm KST SR, anh (chị) bảo quản kính hiển vi như thế nào trước khi cất
vào tủ kính? Bài 2
CÁCH CHUẨN ĐỘ KÍNH HIỂN VI
Xác định loài KST cần dựa vào nhiều tiêu chuẩn, trong đó có tiêu chuẩn kích thước của KST.
Ta có thể ước lượng kích thước KST bằng cách so sánh với một vật đã biết kích thước trước như
hồng cầu, nhưng cách này không cho ta kết quả chính xác. Để đo được chính xác kích thước KST,
ta dùng thước trắc vi đặt trong thị kính.
1. DỤNG CỤ
– Kính hiển vi 2 mắt với các vật kính x 10, x 40, x 100
– Dầu
– Giấy lau kính
– Thước trắc vi thị kính (chia thành 50 đơn vị)
– Thước trắc vi nền với 2 độ chia 0,1 và 0,01mm
– Thị kính (nên sử dụng thị kính x10):
+ Thước trắc vi nền có kích thước bằng lam kính bình thường và ở giữa có những gạch cách
nhau 0,1 và 0,01mm
vạch của thước trắc vi nền sẽ thay đổi kích thước trong khi vạch của thước trắc vi thị kính vẫn
duy trì kích thước cũ. Vì vậy, cần phải chuẩn độ cho từng loại vật kính và ghi lại các đơn vị này
lên kính hoặc tờ giấy dán gần kính để dễ tra cứu.
– Khi muốn có số đo của KST thì chỉ cần nhân số vạch đo được với đơn vị thị kính để có kích
thước thật.
– Sau khi mỗi vật kính đã được chuẩn độ, ta không trao đổi thị kính chứa thước trắc vi và
những vật kính của kính hiển vi này với thị kính hoặc vật kính của kính hiển vi khác. Phải sử
dụng vật kính và thị kính đã được chuẩn độ.
– Nên chuẩn độ định kỳ để bảo đảm tính chính xác.
CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Tạo sao cần phải biết kích thước của KST?
2. Trình bày cách tính đơn vị thị kính.
3. Làm thế nào để đo kích thước của trứng giun đũa?
+ Có dán nhãn để ghi họ, tên, tuổi, địa chỉ của bệnh nhân và ghi ngày, giờ lấy bệnh phẩm.
– Cách lấy phân:
+ Có thể lấy bất cứ chỗ nào của khuôn phân để tìm trứng giun, sán. Nhưng để phát hiện đơn
bào, nên lấy phân ở chỗ bất thường như máu, nhày, lỏng, bọt hoặc lấy phân ngay trong trực tràng.
+ Không được lấy phân lẫn với nước tiểu, dầu, các chất muối Mg, Al, Ba, Bi, Fe vì các chất
đó làm biến dạng đơn bào.
+ Nếu cho bệnh nhân uống thuốc xổ, chỉ nên cho uống sulfat natri và sẽ lấy phân khi bệnh
nhân đi ngoài lần thứ hai hay thứ ba sau khi uống thuốc.
– Lượng phân cần lấy:
+ Thay đổi tùy theo mục đích và kỹ thuật xét nghiệm, thường chỉ cần khoảng 5 – 10 gam phân
(khoảng bằng hạt lạc) để có thể đủ làm nhiều phương pháp.
+ Trong một số trường hợp như tìm giun, đốt sán, các bệnh về bộ tiêu hoá phải lấy toàn bộ số
lượng phân được thải ra để có thể thấy được KST và màng nhày hay mô bì bị tróc ra cùng với
phân.
1.2.2. Ngoài phòng xét nghiệm
Lấy phân ở ngoài phòng xét nghiệm là điều bất đắc dĩ, cần tôn trọng những nguyên tắc sau:
– Phải gửi đến phòng xét nghiệm trong thời gian ngắn nhất, đặc biệt là đơn bào, phân phải
luôn được giữ ấm.
– Không được giữ ở nhiệt độ lạnh quá.
– Nếu ở xa: giữ hộp phân trong nước ấm 37
o
C và đồng thời lấy một chút phân cho vào một
trong những dung dịch cố định:
+ MIF: Merthiolate Iod Formol.
PVA: Polyvinyl Alcohol.
F2AM: Formol + Phenol + Alcool + Xanh Methylene.
1.3. Thời gian xét nghiệm phân
Sau khi thu hồi bệnh phẩm cần xét nghiệm ngay, càng sớm càng tốt. Thời gian từ khi lấy mẫu
đến khi khảo sát:
– Phân bình thường cần xét nghiệm trong vòng 12 – 24 giờ hoặc có thể để 1 – 2 ngày trong tủ
Ưu điểm:
– Cố định toàn bộ phân.
– Pha chế dễ, bảo quản lâu.
– Cặn lắng có thể làm thử nghiệm miễn dịch.
Nhược điểm:
– Không bảo quản thể hoạt động.
– Hình dạng KST không đẹp trên phết nhuộm cố định.
2.2. Sodium acetat – acetic acid formol (SAF)
SAF được dùng để bảo quản trứng và ấu trùng giun, sán, bào nang và thể hoạt động đơn bào,
trứng nang trùng bào tử và bào tử Microsporidia.
Bệnh phẩm cố định trong SAF đều dùng được với phương pháp tập trung phân và làm phết
nhuộm cố định. Khi làm phết phân để nhuộm, nên trộn thêm albumin vào phân để tăng độ dính
của bệnh phẩm vào lam kính.
SAF được coi là chất cố định mềm hơn thủy ngân clorua. Hình dạng KST sẽ không sắc nét
bằng khi cố định trong dung dịch có thủy ngân clorua. Kết hợp cố định SAF với nhuộm
hematoxylin sắt cho hình dạng tốt hơn nhuộm Trichrome.
– Thành phần:
Pha chế Albumin Mayer: trộn một thể tích lòng trắng trứng với một thể tích glycerin. Cho
một giọt hỗn hợp này lên lam kính, cho thêm một giọt cặn lắng phân SAF, trộn đều, để khô ở
nhiệt độ phòng 30 phút rồi nhuộm.
Ưu điểm:
– Dùng cho tiêu bản tập trung và cố định.
– Không có hợp chất thủy ngân.
– Dễ pha chế, bảo quản lâu.
– Cặn lắng có thể làm kỹ thuật miễn dịch men.
Nhược điểm:
Bệnh phẩm ít bám vào lam kính.
2.3. Dung dịch Schaudinn
Được dùng với phân tươi hoặc bệnh phẩm niêm mạc ruột, có thể dùng cho tiêu bản nhuộm cố
đến khi có dung dịch đồng nhất như sữa.
Ưu điểm:
– Có thể làm tiêu bản cố định và phương pháp tập trung.
– Bảo quản tốt bào nang và thể hoạt động đơn bào.
– Bảo quản lâu (hàng năm) trong lọ kín ở nhiệt độ phòng.
– Bệnh phẩm có thể gửi bằng bưu điện đến phòng thí nghiệm chuyên sâu.
– Trứng Trichuris trichura và bào nang Giardia lambia trong phương pháp tập trung dễ nhận
ra như trong phương pháp formol–ether.
Nhược điểm:
– Hình dạng ấu trùng Strongyloides stercoralis không đẹp như cố định bằng formol. Trứng
nang Isospora belli có thể không quan sát được (formol tốt hơn).
– Dung dịch có chứa thủy ngân, nên đặt ra vấn đề xử lý nước thải.
– Có thể trở nên trắng và sệt do mất nước hay do làm lạnh.
– Khó pha chế trong phòng thí nghiệm.
– Không thể dùng tiêu bản để làm kỹ thuật miễn dịch men.
2.5. PVA cải tiến
PVA được cải tiến không chứa thủy ngân, mà thay vào đó người ta dùng sulfat đồng hoặc
sulfat kẽm. Sulfat đồng không cho kết quả tốt như thủy ngân clorua. Sulfat kẽm được dùng trong
nhuộm Trichrome.
Ưu điểm:
– Dùng được cho phết nhuộm cố định và phương pháp tập trung.
– Không chứa thủy ngân.
– Cố định bằng sulfat kẽm cho kết quả tốt hơn vì thế nhiều người thích dùng PVA có chứa
sulfat kẽm hơn sulfat đồng.
Nhược điểm:
– Hình dạng của bào nang và thể hoạt động đơn bào khó thấy khi cố định bằng sulfat đồng,
đặc biệt khi so sánh với thủy ngân clorua.
– Đặc điểm cấu tạo của đơn bào khi nhuộm không ổn định: có thể rõ, có thể không rõ. Vì vậy,
việc định danh có thể gặp khó khăn, đặc biệt đối với những bào nang của đơn bào nhỏ như
Endolimax nana.
Ghi KST có trong mẫu, ngày lấy mẫu, nồng độ dung dịch cố định.
+ KST được giữ tốt ở cặn lắng trong chai.
+ Để làm giảm sự bốc hơi của formol, thêm vào dung dịch bảo quản 10% glycerine.
Đối với dạng hoạt động của amíp.
+ Dùng dung dịch cố định và lưu giữ kể trên, dung dịch formol 10% chỉ giữ được amíp vài
tuần, sau đó amíp sẽ bị ly giải.
+ Dung dịch MIF: dung dịch này đắt tiền nhưng giữ được dạng hoạt động của amíp nhiều
năm.
+ Dung dịch PVA: giữ được dạng hoạt động của amíp và có thể làm phết nhuộm
Hematoxyline sắt.
Đối với dạng hoạt động của trùng roi đường ruột:
Những cách kể trên đều dùng được nhưng không tốt vì những dạng hoạt động thường thu tròn
lại, không thấy được như khi quan sát trực tiếp. Dung dịch tương đối tốt là MIF, F2AM.
3.2. Giun, sán trưởng thành
a) Giun, sán tìm thấy đã chết trong phân
– Ít có giá trị vì chúng thường đã bị hủy hoại.
– Hóa chất thường dùng là formol 5% hoặc cồn ethylic 70
0
.
b) Giun, sán còn sống trong phân
– Rửa bằng nước muối sinh lý.
– Phương thức cố định thay đổi tùy theo loại giun, sán:
+ Giun:
* Lấy giun ra khỏi nước rửa để trong hộp Petri hay bát sứ.
* Đổ ngay cồn ethylic 70
0
sôi (đun sôi cồn trong bình Erlenmeyer có khuấy từ). Cách cố định
này làm giãn giun ngay lập tức.
* Giữ trong bình thủy tinh có nút mài. Không đậy bằng nút bấc hay cao su vì sẽ làm hư
mẫu mau chóng.
– Giun mất độ trong và màu tự nhiên: khi bị cố định trở nên đục và hơi trắng nhưng giữ được
rất lâu trong cồn.
– Trứng giun, sán thì dễ nhận nhưng không giống hệt như trong phân tươi. Vài loại trứng như
trứng giun đũa, trứng giun móc sẽ bị phân bào nếu dung dịch cố định không đủ nồng độ (dạng phân
bào không bao giờ gặp trong phân tươi).
– Bào nang đơn bào ở dạng tươi thì nhân có màu kém. Sau một thời gian lưu, những nhân này
không nhuộm màu nhưng lại rõ hơn là ở trạng thái tươi.
– Dạng hoạt động của amíp mất nhanh chóng độ chiết quang trong dung dịch formol.
– Trong MIF, amíp không bị ly giải, nhận ra dễ. Ngược lại, sau khi để trên lam kính và đậy
bằng lá kính, màu của chúng biến mất, không thể dùng làm mẫu để lâu dài trên lam kính và lá
kính.
CÂU HỎI LƯỢNG GIÁ
1. Thế nào là thu thập phân đúng quy cách?
2. Đối với anh (chị), điều gì quan trọng trong khâu thu thập phân?
3. Theo anh (chị) hiện nay, các phòng xét nghiệm trong nước ta có chú trọng đến việc lấy bệnh
phẩm? và kết quả của việc có/không chú trọng đến việc lấy bệnh phẩm là gì?
4. Bảo quản bệnh phẩm có ích lợi gì?
5. Nêu tên những hóa chất bảo quản phân thường được dùng, cho biết ưu và nhược điểm của
từng hóa chất bảo quản được nêu.
6. Cách bảo quản đơn bào khác với cách bảo quản giun, sán như thế nào?
7. Hóa chất bảo quản có ảnh hưởng gì đến KST khi KST được ngâm trong thời gian lâu dài?
– Cứng rắn (khó đâm thủng).
– Cứng (đâm thủng được).
– Mềm (cắt được).
– Nhão (có thể biến dạng).
– Lỏng.
– Lỏng như nước.
1.2. Màu sắc
Thay đổi từ đen, nâu đậm, nâu, nâu nhạt, vàng, xanh, màu đất sét hay đôi khi đỏ, trắng.
1.3. Các chất lạ
– Chất nhày: thường đục, có thể kết thành sợi, hình dáng giống như ký sinh trùng. Chất này được
xem xét cẩn thận để tìm các đơn bào, các trứng Schistosoma.
– Mô liên kết: màu trắng như xà cừ. Xem dưới kính hiển vi sau khi làm trong với acid acetic
sẽ thấy những sợi dài.
– Máu: chỉ cần ghi nhận sự hiện diện máu tươi hoặc đã được tiêu hóa làm phân có màu đen
đều.
– Mủ: gồm có nhiều bạch cầu đã biến dạng.
– Các cặn bã thực vật chưa tiêu hóa, thường dưới hình thức sợi.
2. QUAN SÁT VI THỂ
Quan sát vi thể có thể được thực hiện với kỹ thuật xét nghiệm phân trực tiếp, tập trung KST
trong phân, kỹ thuật chuyên biệt, cấy và nhuộm cố định.
II. KỸ THUẬT XÉT NGHIỆM PHÂN TRỰC TIẾP
Kỹ thuật xét nghiệm phân trực tiếp sử dụng phân hòa tan trong nước muối cho phép phát hiện
sự di động của thể hoạt động đơn bào, trứng giun, sán, ấu trùng giun và các vật thể bất thường
trong phân (hồng cầu, bạch cầu,…).
1. DỤNG CỤ
– Kính hiển vi
– Lam kính, lá kính
– Viết (bút) chì sáp
– Que gỗ
khó xác định.
– Mẫu phân tìm trứng giun, sán: không để quá 10 giờ.
– Mẫu phân tìm đơn bào: không để quá 2 giờ.
6. NHỮNG SAI LẦM NÊN TRÁNH
– Phết phân không đều, chỗ dày, chỗ mỏng.
– Nếu phết phân loãng quá hoặc đặc quá, nên bỏ đi, làm lại phết phân khác.
– Đậy lá kính làm tiêu bản có bọt khí.
– Dung dịch phân tràn ra xung quanh lá kính.
– Quên không đặt lá kính lên phết phân thì phết phân sẽ chóng khô, vật kính bị bẩn và màu
nhuộm sẽ nhạt rất nhanh.
– Dùng nước thường để hòa tan phân thay vì dùng dung dịch NaCl 0,85%, nước thường sẽ
làm biến dạng hay hủy hoại thể hoạt động của đơn bào.
– Dùng nhiều ánh sáng quá. Nên để tụ kính gần với bàn kính. Giảm ánh sáng bằng cách đóng
bớt màng chắn sáng hay dùng kính lọc màu xanh da trời lấy ánh sáng.
7. CÁCH TRẢ LỜI KẾT QUẢ XÉT NGHIỆM PHÂN
Trên phiếu trả lời kết quả xét nghiệm phân, phải ghi các nội dung sau:
– Đặc tính của phân: phân cứng, mềm, nhão, có khuôn, lỏng,…
– Màu sắc của phân: vàng, xanh, nâu, đen,….
– Các yếu tố bất thường thấy được bằng mắt: chất nhày, máu, đốt sán,…
– Kỹ thuật sử dụng: soi trực tiếp, kỹ thuật tập trung Willis,….
– Kết quả:
+ Âm tính: tìm không thấy trứng và bào nang của KST đường ruột.
+ Dương tính, viết ra các chi tiết sau:
* Tên tiếng Việt và tên khoa học của KST.
* Trứng, thể hoạt động, bào nang, ấu trùng.
* Mật độ nhiễm trên tiêu bản:
Ví dụ: Tìm thấy trứng giun đũa (Ascaris lumbricoides): (+).
8. CÁCH XỬ LÝ DỤNG CỤ ĐÃ DÙNG VÀ BỆNH PHẨM
8.1. Bệnh phẩm và que xét nghiệm
Lượng dung dịch vừa đủ, 2 giọt nước không
quá gần hoặc quá xa.
4
Cho phân vào giọt NaCl 0,85% và khuấy.
Lượng phân vừa đủ, khuấy tan đều, tiêu bản
không quá dày, không quá mỏng.
5
Cho phân vào giọt Lugol và khuấy.
Lượng phân vừa đủ, khuấy tan đều, tiêu bản
không quá dày, không quá mỏng.
6
Đậy lá kính.
Không có bọt khí, bọt nước. Dung dịch phân
không tràn ra mép lá kính.
7
Đặt tiêu bản lên bàn kính hiển vi. Tìm KST.
Soi đúng theo quy trình và quy định.
– Kính hiển vi
– Lam kính
– Lá kính
– Lọ penicilin hoặc ống nghiệm 18 x 25mm
– Que gỗ
– Hộp Petri
– Kẹp.
c) Hóa chất
– NaCl
– Cồn ethylic 95
0
– Ether
– Nước.
+ Dung dịch nước muối bão hoà:
Hoặc cho muối vào trong nước cho đến khi muối không còn tan được nữa, ta có dung dịch
nước muối bão hòa.
+ Dung dịch cồn – ether
* Rửa lá kính sạch dầu, mỡ bằng cồn – ether :
Đổ dung dịch cồn – ether vào hộp Petri.
Cho lá kính từng chiếc vào hộp Petri, ngâm trong 10 phút.
Lấy ra lau khô từng chiếc và cất trong hộp Petri để dùng dần.
d) Quy trình kỹ thuật
Cho khoảng 5g phân vào lọ penicilin hoặc ống nghiệm.
Đổ vào lọ một ít nước muối bão hòa, khoảng 1/3 lọ.
Dùng que khuấy tan phân trong nước muối.
Cho thêm nước muối bão hòa vào đến khi mực nước ngang miệng lọ.
Vớt bỏ các cặn bã nổi lên mặt nước.
Dung dịch Sulfat kẽm bão hoà:
d) Quy trình kỹ thuật
Hòa tan 5g phân với 2 – 3ml nước trong ống nghiệm.
Thêm nước cho đủ 10ml.
Lọc dung dịch trên qua tấm gạc vào ống ly tâm.
Ly tâm 2000 vòng/phút trong 2 phút, đổ bỏ phần nước trong bên trên.
Cho vào ống ly tâm một ít dung dịch Sulfat kẽm, khuấy đều, tiếp tục cho thêm dung dịch Sulfat
kẽm vào ống cho đến cách miệng ống nghiệm khoảng 2 – 3cm.
Ly tâm 2000 vòng/phút trong 2 phút.
Dùng khuyên cấy trùng lấy phần nổi trên mặt dung dịch để lên lam kính.
Đậy lá kính.
Khảo sát tiêu bản dưới kính hiển vi.
2. PHƯƠNG PHÁP LẮNG
Tập trung KST trong phân theo cách làm lắng cặn, KST tập trung ở đáy ống nghiệm, có thể
phát hiện được nhiều loại KST, kể cả đơn bào, nhưng bệnh phẩm soi lại chứa nhiều cặn hơn.
2.1. Phương pháp lắng trọng lực
a) Nguyên tắc
– Mẫu phân được hòa tan với nước và để lắng tự nhiên. Trong cặn lắng có chứa tất cả KST có
trong phân.
– Phương pháp này cho phép phát hiện các loại trứng giun, ấu trùng và trứng sán máng (trong
trường hợp nước có pha glycerin).
b) Dụng cụ
– Kính hiển vi
– Lam kính
– Lá kính
– Ly có chân
– Que gỗ.
c) Hóa chất
Glycerin 0,5%.
Dùng que gỗ lấy khoảng 5g phân cho vào trong ống ly tâm.
Cho 7ml dung dịch formol 10% vào ống ly tâm.
Hòa tan phân và lọc phân qua lưới lọc vào ống ly tâm khác hoặc vào cốc có mỏ.
Ly tâm 2000 vòng/phút trong 1 – 2 phút. Hút bỏ phần nước nổi. Có thể lặp lại nhiều lần cho
đến khi phần nước nổi trong.
Cho 10ml dung dịch formol 10% và 3ml ether vào trong ống ly tâm.
Đậy ống nghiệm bằng nút cao su, trộn đều bằng cách lắc mạnh trong vòng 10 giây.
Mở nắp cao su, cho ống nghiệm vào máy ly tâm, quay 2000 vòng/phút trong 1 – 2 phút.
Lấy ống nghiệm ra khỏi máy ly tâm, chất dịch trong ống nghiệm được chia thành 4 lớp:
– Lớp trên cùng: ether
– Lớp thứ 2: một nút gồm các mảnh với chất béo dính vào thành ống
– Lớp thứ 3: formol
– Lớp thứ 4: cặn chứa KST.
Dùng que gỗ tách nhẹ nhàng lớp chất béo ra khỏi thành ống bằng cách xoáy theo hình
xoắn.
Đổ bỏ 3 lớp dung dịch trên cùng bằng một động tác nhanh gọn, dốc ngược ống ly tâm.
Dùng ống hút Pasteur lấy 1 giọt cặn nhỏ lên lam kính và khảo sát dưới kính hiển vi (có thể
khảo sát cặn với dung dịch Lugol).
Lưu ý:
Ether, ethyl acetat hoặc xăng là dung môi rất dễ bay hơi và dễ cháy nên để xa nguồn điện,
nguồn lửa. Bảo quản các chất này trong bình hoặc chai lọ rộng, để nơi thoáng mát. Không đặt các
bình chứa Ether vào tủ lạnh, hơi Ether sẽ thoát ra và gây nổ.
Copyright: Tài liệu đại học ©