PHẦN I.
LỜI MỞ ĐẦU
Việt Nam có lợi thế về diện tích mặt nước nuôi trồng thủy sản, tuy vậy khả năng ứng
dụng chưa cao. Từ trước những năm 1970, chúng ta chủ yếu tập trung khai thác mà chưa thực
sự quan tâm tới chính sách phát triển và bảo vệ nguồn lợi tự nhiên. Những năm gần đây cùng
với chính sách hỗ trợ của nhà nước, ngành đã có những bước phát triển quan trọng với quy mô
ngày càng lớn và diện tích ngày càng được mở rộng. Trong xu thế phát triển sản xuất thì nhu
cầu con giống ngày càng tăng và cần được giải quyết.
Ngày nay, cùng với sự phát triển của khoa học – kỹ thuật nhiều loài cá kinh tế, đặc biệt
là các loài cá biển đã được sản xuất giống nhân tạo thành công. Công nghệ sản xuất giống bao
gồm những giải pháp kỹ thuật quan trọng, trong đó vấn đề thức ăn và cách cho ăn khi ương ấu
trùng cá là khâu then chốt quyết định sự tăng trưởng và tỷ lệ sống của ấu trùng trong suốt quá
trình biến thái. Tảo là thức ăn có giá trị dinh dưỡng lớn, đặc biệt là protein (chiếm 50 – 60 %
trọng lượng khô), tiếp đó là lipid, hiđrocacbonat, các xit béo. Đã có nhiều nghiên cứu về dinh
dưỡng các đối tượng nuôi và mặc dù đã sản xuất nhiều thức ăn nhân tạo cho ấu trùng của cá,
tôm cũng như các đối tượng nuôi hải sản khác, nhưng không có loại thức ăn nào có thể so sánh
được với thức ăn tự nhiên.
G.G.Vinbe (1965) đã đánh giá vai trò của tảo: “Không có tảo thì không có nghề
cá”.Đúng vậy tảo là mắt xích đầu tiên trong chuỗi thức ăn ở môi trường biển, là thức ăn cần
thiết cho tất cả các giai đoạn trong ương nuôi các loài nhuyễn thể hai mảnh vỏ (Hàu, Ngao,
Điệp), giai đoạn ấu trùng của các loài động vật chân bụng và ấu trùng của một số loài cá biển
và tôm He … hoặc có thể là thức ăn gián tiếp cho ấu trùng các loài trên thông qua zooplankton
(luân trùng, giáp xác chân chèo, artemia). Vi tảo còn được nuôi trực tiếp trong các bể ương
nuôi ấu trùng cá biển trong “ kỹ thuật nước xanh” với vai trò làm ổn định chất lượng nước,
dinh dưỡng ấu trùng và kiểm soát vi khuẩn. Vì thế nhân sinh khối tảo luôn là công đoạn không
thể thiếu trong các trại nuôi trồng thủy sản.
Bên cạnh những nghiên cứu về tầm quan trọng của vi tảo thì việc nghiên cứu các kỹ
thuật nuôi trồng cho chất lượng tốt, năng suất sinh khối lớn cũng được nhiều người quan tâm
và chú ý phát triển. Nhằm bổ sung kiến thức thực tế, kết hợp lý thuyết với thực tiễn sản xuất,
tôi được trường phân công và trung tâm chấp nhận cho làm chuyên đề : “Theo dõi quy trình
nuôi tảo làm thức ăn cho ấu trùng cá biển”. Với mục tiêu là nắm vững kỹ thuật giữ giống, nuôi
tảo Chlorella ở ngoài trời và cũng từ Chlorella họ chiết ra một hợp chất gọi là “nhân tố sinh
trưởng Chlorella” cùng với 15 loài Vitamin khác nhau, được ứng dụng rộng rãi trong y học
(Võ Hành, 1996).
Năm 1960, Scenedesmus được sản xuất đại trà ở Tiệp Khắc, Đức, Israel, Italia và một
số nước Đông Âu, đồng thời tảo Lam Spirulina được trồng đại trà ở Mêhico, Mỹ, Đài Loan,
Israel, Trung Quốc, Thái Lan, Ấn Độ và Việt Nam (Đặng Đình Kim, 1999).
Năm 1996 – 1997, Nhật Bản đã sản xuất tảo Chlorella đạt sản lượng 1 100 tấn/năm và
Trung Quốc sản xuất 2 798 tấn/năm tảo Spirulina để xuất khẩu (Yuan – Kun Lee, 1997).
2.1.2 Ở Việt Nam
2
Đầu những năm 1960 giáo sư Nguyễn Hữu Thước và các cộng sự đã tiến hành nhiều
thí nghiệm sử dụng sinh khối Chlorella vào thức ăn một số loài gia cầm, kích thích tăng
trưởng của tằm con (Đặng Đình Kim, 1999).
Những năm đầu 1970, sản xuất giống Hải Sản bắt đầu được quan tâm, trạm nghiên cứu
nuôi trồng thủy sản nước lợ Quý Kim – Hải Phòng đã kết hợp thu nuôi sinh khối tảo Silic làm
thức ăn cho ấu trùng tôm mang tính chất phục vụ sản xuất là chính đồng thời tiến hành một số
thí nghiệm nghiên cứu cơ bản.
Năm 1974 một số thí nghiệm nuôi tảo Skeletonema costatum trong điều kiện phòng thí
nghiệm được tiến hành ở trường Đại học Thủy Sản Nha Trang. Cũng loài tảo này năm 1989
tại trung tâm nghiên cứu thủy sản III, Nguyễn Thị Xuân Thu và các cộng tác viên đã tiến hành
một số thí nghiệm về môi trường nuôi cấy tìm hiểu khả năng phát triển của Skeletonema
costatum và Chaetoceros sp, sử dụng Skeletonema costatum để ương ấu trùng tôm sú ở giai
đoạn Zoea (Lê Viên Chí, 1996). Cũng trong thời gian này, liên doanh Việt Nam – Oxtrâylia về
sản xuất tôm giống, sử dụng Skeletonema costatum làm thức ăn cho ấu trùng đạt kết quả tốt
(Đặng Đình Kim,2000).
Năm 1996, Lê Viễn Chí nghiên cứu một số đặc điểm sinh học, công nghệ nuôi tảo
Silic Skeletonema costatum (Greville) Cleve làm thức ăn cho ấu trùng tôm biển.
Trần Thị Tho và cộng sự (2000) đã tiến hành những thí nghiệm nuôi đại trà Chlorella
pyrenoidosa tại bể 10 m
dinh dưỡng, công nghiệp, y tế, thủy sản, nông nghiệp và bảo vệ môi trường. Tuy vậy, các
hướng nghiên cứu sản xuất đại trà một số loài tảo lại chủ yếu phục vụ cho sản xuất giống và
nuôi động vật thủy sản.
Bảng 1 Các lớp và giống vi tảo chủ yếu được nuôi trồng dùng cho nuôi
thủy sản (đã sửa đổi từ tài liệu của De Pauw và Persoone, 1998)
Lớp Giống Những thí dụ về áp dụng
Bacillariophyceae Skeletonema PL,BL,BP
Thalassiosira PL,BL,BP
Phaeodactylum PL,BL,BP,ML,BS
Chaetoceros PL,BL,BP,BS
Cylindrotheca PL
Bellerochea BP
Actinocyclus BP
Nitzchia BS
Cyclotella BS
Haptophyceae Isochrysis PL,BL,BP,ML,BS
Pseudoisochrysis BL,BP,ML
Dicrateria BP
Chrysophyceae Monochrysis (Pavlova) BL,BP,BS,MR
Prasinophyceae Tetraselmis (Platymonas) PL,BL,BP,AL,BS,MR
Pyramimonas BL,BP
Micromonas BP
4
Crytophyceae Chroomonas BP
Cryptomonas BP
Rhodomonas BL,BP
Cryptophyceae Chlamydomonas BL,BP,FZ,MR,BS
Chlorococcum BP
Xanthophyceae Olisthodiscus BP
Chlorophyceae Carteria BP
5
Loài tảo Hàm lượng các chất (% trọng lượng khô)
Protein Lipid Carbohydrat Tham khảo
Spirulina platensis 46 – 50 4 – 9 8 – 14 Tipnis (1960)
S. platensis 62.5 3 8.5 Becker (1984)
S. maxima 65 2 20 Miller (1968)
S. maxima 60 – 71 6 – 7 13 –16 Duran (1980)
Chlorella vulgaris 51 – 58 14 – 12 12 – 17 Trubachev (1976)
C. pyrenoidosa 57 2 26 Aaroson (1980)
Scenedesmus obliquus 50 – 56 12 – 14 10 – 17 Soeder (1981)
S. obliquus 52 9 12.5 Becker (1984)
S. quadricauda 47 1.9 Hindak (1968)
Dunadiella salina 57 6 32 Parson (1961)
D. bioculata 49 8 4 Eddy (1956)
Euglena gracilis 39 – 61 14 – 20 14 – 18 Collyer (1955)
Skeletonema sp 37 4.7 20.8 Parson (1961)
Chaetoceros sp 35 6.9 66 Parson (1961)
Nanochloropsis oculata 35 18 7.8 Brow(1991)
Tetrselmis chui 31 10 12 Brow(1991)
Isochrysis galbana 20 23 12.9 Brow(1991)
Tuy nhiên, tốc độ sinh trưởng của các vật cho ăn bằng hỗn hợp các loài tảo khác nhau
thường cao hơn các vật chỉ được cho ăn bằng một loại tảo. Một loài tảo cá biệt có thể thiếu
một chất dinh dưỡng, trong khi một loài tảo khác có thể chứa chất dinh dưỡng đó và thiếu chất
dinh dưỡng khác. Do đó hỗn hợp cả hai loài tảo sẽ cung cấp cho các động vật một lượng đầy
đủ gồm cả hai chất dinh dưỡng. Việc xem xét chung các khía cạnh dinh dưỡng của các vi tảo
được sử dụng trong nuôi biển các loài nhuyễn thể hai mảnh vỏ, giáp xác và cá được trình bày
trong tài liệu của Brown và các tác giả khác (1989). Liao, 1983 cho rằng “không có loài tảo
đơn độc nào lại tốt nhất về mọi phương diện cho việc nuôi và sử dụng chúng làm thức ăn cho
động vật thủy sản”, nhưng hiện nay phương pháp sử dụng chỉ một loài tảo duy nhất vẫn là
phương pháp chủ yếu trong nuôi trồng.
kiện tối ưu có thể đạt 24,5 g/m
2
.ngày và năng suất Lipid là 4 g/m
2
.ngày (Boussiba etal, 1986).
Trong điều kiện nuôi tốt, sau 7 ngày có thể đạt mật độ 95 x 10
6
tb/ml.
Nannochloropsis oculata là thức ăn thích hợp cho nuôi luân trùng Brachionus
plicatilis. (Hình 2)
2.4.3 Tetraselmis chui (= Platymonas sp)
Tảo Tetraselmis chui có tế bào hình dẹt, có 4 tiên mao, di động mạnh trong nước, sinh
trưởng chậm hơn Nannochloropsis oculata.
Môi trường tốt nhất cho sự phát triển của Tetraselmis chui: độ mặn 30‰, nhiệt độ
30
0
C (Vũ Dũng, 1998), Tetraselmis chui phát triển tốt trong môi trường dinh dưỡng Walne,
Guillard và Ryther. Thành phần axít béo của tảo này được đặc trưng bởi tỷ lệ axit béo không
no cao đặc biệt là C
18:3
(18.9 %), C
18:4
(7.5 %), C
20:5
(7.5 %), và C
22:6
(1.4 %) (Pohl và cộng sự,
1979).
Tetraselmis chui là thức ăn thích hợp cho ấu trùng hai mảnh vỏ (Pe Pauw, 1983) và
được sử dụng rộng rãi trong làm thức ăn cho ấu trùng tôm, bào ngư, Artemia và luân trùng.
C, tuy nhiên giá trị này biến đổi tuỳ loài.
2.5.2 Ánh sáng
Vi tảo là loài quang tự dưỡng, chúng sử dụng năng lượng ánh sáng mặt trời, dưỡng
chất và các khoáng vi lượng để tự tổng hợp chất hữu cơ cho cơ thể nên thời gian chiếu sáng và
cường độ ánh sáng ảnh hưởng rất lớn đến sự phát triển của tảo nuôi.
Tuy nhiên cường độ chiếu sáng và thời gian chiếu sáng phụ thuộc vào từng loài tảo,
mặc dù chúng sống và phát triển là nhờ quá trình tổng hợp chất hữu cơ dưới điều kiện ánh
sáng mặt trời nhưng thời gian chiếu sáng tối đa chưa hẳn là tốt nhất, ví dụ như tảo
Skeletonema costatum thì thời gian chiếu sáng 12h/24h (theo chu kỳ ngày đêm) là tốt nhất (Lê
Viễn Chí, 1996), cường độ chiếu sáng cũng phụ thuộc vào thể tích nuôi, thể tích nhỏ thì cường
độ chiếu sáng có thể nhỏ nhưng nếu thể tích nuôi lớn thì cường độ chiếu sáng phải lớn kết
hợp với s ục khí và đảo nước.
2.5.3 pH
pH có ảnh hưởng rất lớn đến đời sống của thủy sinh vật, mỗi loài sinh vật chỉ tồn lại
trong một khoảng pH nhất định, nếu tăng quá hoặc giảm quá sẽ gây rối loạn trao đổi chất của
sinh vật. Đặc biệt là đối với thực vật thủy sinh chúng sử dụng CO
2
cho quá trình tổng hợp chất
hữu cơ, làm dịch chuyển hệ cân bằng bicacbonat:
2HCO
3
-
⇔ CO
3
2-
+ CO
2
+ H
2
O (1)
2.5.4 Độ mặn
Đối với các thực vật nổi như vi tảo thì độ muối ảnh hưởng rất lớn đến sinh trưởng và
phát triển, điều này thể hiện khi mưa lớn hoặc nắng lớn kéo dài có thể dẫn đến sự thay đổi
thành phần và số lượng các loài tảo trong các thủy vực tự nhiên, ngoài ra nó còn ảnh hưởng tới
sự phát triển của động vật phù du (zooplankton).
2.5.5 Sục khí
Sục khí là khâu rất quan trọng không thể thiếu trong nuôi vi tảo nhất là những bể nuôi
có độ sâu lớn. Sục khí có tác dụng đảo đều tảo (rất có ý nghĩa đối với những tảo có kích thước
tế bào lớn, dễ lắng) giúp các tế bào tiếp xúc đều với ánh sáng, dinh dưỡng, giảm hiện tượng
phân tầng nhiệt độ và còn có tác dụng lớn trong việc cung cấp CO
2
cho quang hợp của tảo.
Sục khí phải đảm bảo 24h/24h.
2.5.6 Ảnh hưởng của mật độ giống ban đầu lên sự phát triển của tảo
Trong các yếu tố ảnh hưởng tới sinh trưởng quần thể tảo, mật độ giống ban đầu cho
chúng ta khả năng tác động tích cực nhất. Trong cùng một điều kiện môi trường, mật độ giống
cao sẽ tạo khả năng sinh trưởng nhanh và đạt mật độ cực đại cao. Mật độ nuôi ban đầu mà
thưa thì ánh sáng dễ phân bố đều hơn trong cùng một thể tích nuôi, nhưng nếu mật độ ban đầu
mà thưa quá thì nó ảnh hưởng đến cạnh tranh phát triển của vi khuẩn. Ví dụ về tảo Sketonema
cotatum mật độ ban đầu là 2 x 10
4
tb/ml, phải sau 54 – 60h tảo mới đạt mật độ cực đại, nhưng
với mật độ ban đầu là 10 x 10
4
tb/ml thì chỉ sau 30 – 36h tảo đạt mật độ cực đại ( Lê Chí
Viễn,1996).
Tuy nhiên, lượng giống tảo sử dụng ở mức nào là do mục đích của người sử dụng.
Trong nhân sinh khối tảo để làm thức ăn cho động vật nuôi, người ta quan tâm nhất là khối
lượng sinh khối tảo đạt được trong thời gian nhất định nên mật độ tảo giống ban đầu thường
lớn.
2.7 Một Số Phương Pháp Nuôi Tảo
2.7.1 Đặc điểm cơ bản của một số phương pháp nuôi tảo
Bảng 3 Đặc điểm của các phương pháp nuôi tảo
Phương
pháp
Đặc điểm Ưu điểm Nhược điểm
Nuôi trong
phòng
Nuôi ngoài
trời
Tảo được nuôi trong
phòng thí nghiệm hay
nhà kín
Tảo được nuôi trực
tiếp ngoài trời, sử
dụng nước biển, ánh
sáng tự nhiên.
Các yếu tố môi trường
như nhiệt độ, độ mặn,
ánh sáng được khống
chế thích hợp. Hạn chế
được tác động bên
ngoài, hạn chế nhiễm
tạp, nhiễm khuẩn. Quy
trình kỹ thuật được đảm
bảo. Sản xuất chủ động
Rẻ, đơn giản, có thể
nuôi với quy mô lớn.
Đầu tư kỹ thuật cao
Ít nhiễm tạp (tảo tạp, vi
khuẩn, protozoa hay
rotifer…). Chủ động
trong sản xuất.
Rẻ. Quy mô lớn.
Dễ thực hiện nhất. Phổ
biến nhất và đáng tin
cậy nhất.
biến đổi khắc nghiệt
sẽ làm tảo suy tàn và
chết, khó khắc phục.
Tảo nuôi dễ nhiễm
tạp. Khó chủ động
trong sản xuất.
Quy mô nhỏ. Đắt
tiền. Thao tác nuôi
cấy cẩn thận.
Dễ nhiễm tạp, ảnh
hưởng đến tảo nuôi.
Tốn nhiều công, ít
kinh tế. Chất lượng
tảo ở các bể lớn có
thể không đảm bảo.
2.7.2 Kỹ thuật nuôi tảo theo phương pháp nuôi chuyền
Có nhiều phương pháp nuôi tảo: Nuôi chuyền, nuôi liên tục, nuôi bán liên tục tùy vào
điều kiện cụ thể mà lựa chọn phương pháp nuôi phù hợp.
Do tính linh hoạt và dễ khắc phục những sai sót trong hệ thống nuôi nên biện pháp chủ
yếu trong phòng thí nghiệm là phương pháp nuôi chuyền. Đặc điểm của phương pháp này là
khi tảo đạt mật độ cao sẽ được làm giống nuôi cấy vào thể tích lớn hơn.
Trong phương pháp này cần các dụng cụ nuôi có nhiều thể tích từ 250 ml – 2000 lít.
. Thể tích tảo giống ở
giai đoạn này thường bằng 10% thể tích nước nuôi mới, môi trường dinh dưỡng cho tảo lúc
này đa dạng: môi trường Walne, Guillard – F
2
, Liao hay phân vô cơ (phân bón nông nghiệp),
riêng môi trường Walne sử dụng với liều lượng 1 – 2 ml/10 lít nước nuôi. Ở giai đoạn này cần
sục khí mạnh còn các yếu tố khác (ánh sáng, nhiệt độ, độ mặn) phụ thuộc hoàn toàn vào tự
nhiên. Thời gian nuôi ở giai đoạn này thường ngắn, có thể một ngày hay 5 – 7 ngày nhưng ở
giai đoạn này thời gian nuôi dài dễ bị nhiễm tạp.
PHẦN III
NỘI DUNG –VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1 Nội Dung Nghiên Cứu
3.1.1 Thời gian và địa điểm nghiên cứu
Thời gian nghiên cứu từ tháng 5 – 8 năm 2006.
Địa điểm: Trung Tâm Quốc Gia Giống Hải Sản Nam Bộ – Viện Nghiên Cứu Nuôi
Trồng Thủy Sản II.
3.1.2 Nội dung nghiên cứu
Theo dõi kỹ thuật lưu giữ giống tảo.
Theo dõi kỹ thuật nhân giống và nuôi sinh khối tảo.
3.2 Vật Liệu Nghiên Cứu
12
3.2.1 Tảo giống
Đối tượng là các loài tảo Nanochloropsis oculata, Tetraselmis chui (=Platymonas sp),
Isochrysis galbana và Chlorella sp được lấy từ phòng thí nghiệm của trung tâm.
3.2.2 Môi trường nuôi tảo
Có nhiều môi trường dinh dưỡng dùng để nuôi tảo như : Môi trường Walne, Guillard,
Ryther, Tamya, Ito và môi trường phân vô cơ. Nhưng trong phạm vi sản xuất, cơ sở sử dụng
hai loại môi trường chính là môi trường Walne (dùng trong nhân giống và nhân sinh khối
ngoài trời với các thể tích nhỏ) và môi trường phân vô cơ (dùng trong sản xuất sinh khối tảo ở
bể ximăng).
.2H
2
O
20
NaNO
3
/ KNO
3
(2) 100
Tất cả pha đến 1 lít nước ngọt
Dung dịch B ZnCl
2
2.1
CoCl
2
.6H
2
O 2.0
(NH
4
)
6
Mo
7
O
24
.4H
2
O 0.9
CuSO
thí nghiệm là 1 ml/1 lít tảo nuôi, nuôi ở ngoài trời dùng 1 – 2 ml/10 lít tảo nuôi.
3.2.2.2 Thành phần môi trường phân vô cơ
Bảng 5 Thành phần các chất trong môi trường dinh dưỡng phân vô cơ
3.2.3 Nước nuôi
Nước dùng trong nuôi tảo là nước biển xử lý theo quy trình
Nước biển bể chưa bể lắng lọc cát 1 lọc ozone bể xử lý
Chlorine Thiosunfate lọc cát 2 UV túi lọc bể nuôi
(30 ppm) (20 – 30 ppm) (50 µm)
Nước từ biển vào bể xử lý được xử lý bằng Chlorine 30 ppm, sau 24h trung hoà lượng
Chlorine dư bằng Natri Thiosulphat 30 ppm. Nước được chảy qua một hệ thống lọc tinh trước
khi cung cấp cho các bể nuôi tảo.
Nước dùng để giữ giống và nuôi sinh khối trong phòng thí nghiệm phải hạ độ mặn
xuống còn 25‰, hấp tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm trong 20 phút, sau đó để nguội nước ở nhiệt độ
phòng nuôi.
3.2.4 Môi trường agar
Pha môi trường agar 1.5% (pha 1.5 gam agar trong 100 ml nước), đun hoà tan agar trên
ngọn lửa Bunsen khi thấy agar tan hết đem hấp tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm trong 20 phút, để
nhiệt độ xuống còn 50 – 60
0
C, cho Vitamine vào lắc đều rồi đổ ra đĩa Petri hoặc ống nghiệm
(đã khử trùng) với thể tích agar bằng 1/3 thể tích đĩa Petri và 20 ml đối với ống nghiệm. Đặt
ống nghiệm nằm nghiêng sao cho diện tích bề mặt agar là lớn nhất. Sau đó để nguội agar
trong tủ cấy vô trùng.
3.2.5 Các thiết bị và dụng cụ
3.2.5.1 Thiết bị và máy móc
hoá chất và dụng cụ khác.
3.3 Phương Pháp Nghiên Cứu
3.3.1 Phương pháp lưu giữ giống tảo
Giữ giống là biện pháp bảo quản kỹ thuật nhằm giữ giống gốc để chủ động trong quá
trình sản xuất.
Việc chọn tảo giống để giữ và nuôi sinh khối rất quan trọng trước hết (là phải xét đến
tính ăn của động vật phù du (luân trùng, artemia, copepoda), tiếp đó là năng suất nuôi trồng,
thành phần dinh dưỡng của vi tảo, khả năng chống chịu tốt với điều kiện ngoại cảnh, tình hình
phân bố, không chứa độc tố, dễ tiêu hoá…
Yêu cầu giữ giống: giống sạch không nhiễm tạp, vì thế tất cả các thao tác kỹ thuật
trong cấy và giữ giống tảo đều phải đảm bảo vô trùng. Trong sản xuất người ta thưỡng giữ lại
hai loạt giống gốc, một loạt dùng cho nuôi cấy ban đầu để phục vụ các hệ thống sản xuất (giữ
giống trong môi trường lỏng), còn loạt kia chỉ được xử lý khi cần lưu giữ giống (giữ giống
trong môi trường thạch).
15
Tảo sau khi cấy được giữ ở điều kiện ánh sáng yếu cường độ chiếu sáng 3 000 lux (ánh
sáng nhân tạo bằng đèn Neon), nhiệt độ 25
0
C, độ ẩm 60 – 70 %. Sau 2 – 3 ngày sẽ thấy tảo
phát triển, khoảng 4 – 5 ngày thấy có màu đặc trưng của tảo. Hàng ngày kiểm tra sự phát triển
của tảo, nếu thấy nhiễm khuẩn thì phải loại bỏ ngay để tránh sự lây nhiễm. Thời gian giữ tảo là
8 tuần, thường sau 4 tuần tiến hành nuôi cấy mới.
Tảo giống: Gồm các loài tảo Nannochloropsis oculata, Chlorella sp, Isochrysis
galbana và Tetrselmis chui.
3.3.1.1 Giữ giống trên môi trường thạch
a/ Chuẩn bị
+ Ống nghiệm, đĩa petri được sấy khử trùng
+ Môi trường nuôi tảo
+ Pha môi trường agar
+ Hấp tiệt trùng dung dịch agar và bông cấy.
C, ánh sáng 3000 lux.
+ Hằng ngày tiến hành lắc tảo bằng máy lắc
+ Sau 2 – 3 ngày sẽ thấy tảo phát triển.
3.3.2 Nhân sinh khối một số loài tảo
3.3.2.1 Nhân sinh khối trong phòng thí nghiệm
a/ Chuẩn bị
+ Dụng cụ
- Các bình nuôi tảo trong phòng thí nghiệm có thể tích từ 0.1 – 10 lít, túi nilong.
- Khử trùng bình nuôi: Trong nuôi tảo, đặc biệt là nuôi cấy giống trong phòng thí
nghiệm thì tất cả các khâu đều phải vô trùng (tránh nhiễm tạp).
Các bình nuôi tảo sau khi nuôi phải được rửa sạch bằng xà bông, sau đó rửa kỹ lại bằng
nước ngọt, để bình khô rồi sấy khử trùng ở điều kiện 170
0
C, 1atm trong 2 giờ.
+ Nước nuôi tảo
Nước nuôi tảo ở phòng thí nghiệm là nước biển được xử lý, có độ mặn 25
0
/
00
, được hấp
tiệt trùng ở 121
0
C, 1 atm trong 20 phút. Sau đó để nguội nước ở nhiệt độ phòng.
b/ Cấy tảo
Lấy 10 – 20 ml tảo gốc từ ống nghiệm cấy vào bình tam giác 100 ml chứa 50 – 80 ml
dung dịch dinh dưỡng Walne.
17
Đậy bình bằng nút cao su có lỗ thông khí. Sau thời gian 3 – 6 ngày khi tảo ở pha logarit
tiến hành cấy sang thể tích mới, ở các giai đoạn này tảo giống dùng với tỷ lệ 10 – 20 % thể tích
nuôi mới.
ngày kiểm tra sục khí, kiểm tra mức độ nhiễm tạp của tảo dưới kính hiển vi.
Tảo giống Ống nghiệm Bình Erlen Bình hình trụ
18
Túi nilon
từ agar (0.1 – 2 lít) (5-10 lít)
Bể ximăng Bể composite Thùng nhựa
(60 m
3
) (0.5 – 2 m
3
) (100 lít)
Sơ đồ 2 Phương pháp nhân giống từ thể tích nhỏ tới thể tích lớn
3.3.3 Phương pháp theo dõi tốc độ phát triển của tảo
3.3.3.1 Bố trí thí nghiệm
+ Đối tượng: Nanochloropsis oculata, Tetrselmis chui, Isochrysis galbana, Chlorella sp.
+ Thể tích bình nuôi: tất cả nuôi ở thể tích 2 lít
+ Mỗi loài bố trí ba đợt, mỗi đợt hai bình
+ Các điều kiện nuôi tương đối ổn định: nhiệt độ 25
0
C, độ mặn 25‰, cường độ chiếu
sáng từ 6 000 – 10 000 lux, chiếu sáng và sục khí 24/24h.
+ Mật độ giống ban đầu tuỳ loài:
Nanochloropsis oculata: 10 – 11 triệu tb/ml
Platymonas sp: 2 – 3 triệu tb/ml
Isochrysis galbana: 8 – 9 triệu tb/ml
Chlorella sp: 6 – 7 triệu tb/ml
3.3.1.2 Phương pháp theo dõi tốc độ phát triển của tảo
+ Hàng ngày đếm mật độ tảo.
+ Dùng buồng đếm hồng cầu để đếm số lượng tế bào tảo trực tiếp dưới kính hiển vi
3.3.4.1 Biến động pH
Sử dụng máy đo pH Themor orinon. Model 280 A để đo. Đối với các lô thí nghiệm thì
đo vào các pha: pha chậm (1), pha tăng trưởng (2) và pha dừng (3). Ở ngoài các bể nuôi sinh
khối, đo pH lúc mới cấy tảo và lúc thu hoạch (cấp tảo vào bể nuôi luân trùng hoặc bể cá
ương).
3.3.4.2 Amonia (NH
3
– N)
Đo Amonia bằng phương pháp Idophenol. Đối với các lô thí nghiệm thì đo vào các
pha: pha chậm, pha tăng trưởng và pha dừng. Ở ngoài các bể nuôi sinh khối, đo Amonia lúc
mới cấy tảo và lúc thu hoạch.
3.3.4.3 Nhiệt độ
- Đo nhiệt độ 2 lần/ngày vào 6h và 14h mỗi ngày.
- Sử dụng nhiệt kế thủy tinh để đo.
3.3.3.4 Độ mặn
Sử dụng khúc xạ kế để đo độ mặn hàng ngày.
3.3.5 Các chỉ tiêu theo dõi
+ Theo dõi sự phát triển của một số loài tảo nuôi.
20
+ Theo dõi ảnh hưởng của yếu tố nhiệt độ và độ mặn lên sự phát triển của các loài tảo
nuôi.
+ Theo dõi biến động hàm lượng Amonia và pH trong quá trình phát triển của các loài
tảo nuôi.
3.3.6 Phương pháp xử lý số liệu
Sử dụng phần mềm Excel để xử lý số liệu.
21
PHẦN IV.
KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU
4.1 Theo Dõi Quy Trình Lưu Giữ Giống Trong Phòng Thí Nghiệm
4.1.1 Lưu giữ giống trên môi trường thạch
(ngày)
Mọc dày
(ngày)
Thời gian lưu
giữ ngày
N. oculata 6 1.5±0.5 4.0±0.5 6.0±0.5 15.0±3.0
T. chui 6 2.5±0.5 4.5±0.5 7.5±0.5 22.0±4.5
I. galbana 6 2.0±0.5 4.5±0.5 7.0±0.5 16±2.5
C. vulgaris 6 1.5±0.5 4.0±0.0 6.0±0.5 16±3.0
+ Tảo giống ở môi trường lỏng sau 1 – 3 ngày bắt đầu mọc, sau 4 – 5 ngày tảo mọc
điều, có màu sắc đặc trưng của giống, từ ngày thứ 6 – 8 trở đi tảo mọc dày, màu đậm dần.
22
+ Trong quá trình theo dõi thì củng có 1 mẫu I. galbana ở môi trường lỏng bị nhiễm tảo
Lục.
4.2 Theo Dõi Quy Trình Nhân Sinh Khối Một Số Loài Tảo
4.2.1 Nhân sinh khối trong phòng thí nghiệm
4.2.1.1Nhân sinh khối tảo ở thể tích 0.5 lít
Bảng 8 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 0.5 lít
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng
trưởng
Mới cấy Thu hoạch
N. oculata 3 7.4 ± 0.53 27.8 ± 1.71 3 275.7
T. chui 3 1.92±0.11 5.93±0.59 3 208.9
I. galbana 3 5.7±0.36 20.7±2.71 3 263.2
C. vulgaris 3 4.7±0.26 20.8±1.39 3 342.6
+ Ở thể tích 0.5 lít các loài tảo phát triển tương đối nhanh, sau 3 ngày nuôi tảo N.
N. oculata 3 10.6±1.2 24.0±3.7 2 126.4
T. chui 3 3.09±0.42 6.67±0.15 2 115.9
I. galbana 3 8.4±0.36 18.0±0.42 2 114.3
C. vulgaris 3 7.4±0.2 17.3±0.9 2 133.8
Ở thể tích 2 lít, sau 2 ngày nuôi tảo
N. oculata tăng 126.4 % so với giống ban đầu
T. chui tăng 115.9 % so với giống ban đầu
I. galbana tăng 114.3 % so với giống ban đầu
C. vulgaris tăng 133.8 % so với giống ban đầu
4.2.1.4 Nhân sinh khối tảo ở túi nilon
Bảng 11 Mật độ tảo nuôi ở túi nilon
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng trưởng
Mới cấy Thu hoạch
T. chui 3 1.13±0.1 3.7±0.8 3.5±0.5 236.4
N.Oculta 3 7.6±1.1 25.3±2.5 3.5±0.5 232.9
+ Nuôi ở túi nilon là một bước chuyển tiếp để nhân giống ở các thể tích lớn ngoài trời.
+ Với mật độ giống ban đầu 1.13±0.1 (x 10
6
tb/ml) đối với T. chui và 7.6±1.1 (x 10
6
tb/ml) đối với N.Oculta, sau 3 – 4 ngày nuôi mật độ T. chui đạt 3.7±0.8 (x 10
6
tb/ml) tăng
24
trưởng 236.4 % so với giống ban đầu, mật độ N.Oculta sau 3 – 4 ngày nuôi đạt 25.3±2.5 (x
10
Bảng 13 Mật độ tảo nuôi ở thể tích 0.5 m
3
Loài tảo Số mẫu Mật độ (x 10
6
tb/ml) Thời gian
nuôi (ngày)
% tăng
trưởng
Mới cấy Thu hoạch
T. chui 3 0.23±0.03 0.70±0.07 2 204.3
I. galbana 3 1.3±0.5 2.4±0.45 1 84.6
25
Copyright: Tài liệu đại học ©