BÁO CÁO ĐỀ TÀI NHÁNH
NGHIÊN CỨU BỆNH ĐỐM TRẮNG NỘI TẠNG CỦA CÁ
CHIM VÂY VÀNG (Trachinotus blochii) NUÔI BẰNG LỒNG TẠI
VŨNG NGÁN, NHA TRANG
Người thực hiện: PGS-TS. Đỗ Thị Hòa
Dương Văn Quý Bình
Nguyễn Thị Thùy Giang
Nguyễn Xuân Nguyên
Nha Trang, tháng 5/ 2011
1
MỞ ĐẦU
Cá chim vây vàng (Trachinotus blochii), có gía trị dinh dưỡng cao, tốc độ sinh
trưởng rất nhanh trong 3 năm đầu, rất thích hợp cho nuôi tăng sản [3]. Cá chim vây
vàng (CVV) là đối tượng nuôi đã đem lại lợi nhuận cao cho nhiều nước trong khu
vực như Trung Quốc, Indonesia, Đài Loan, Nhật Bản… Năm 2006, loài cá này đã
được nhập vào Việt Nam từ Trung Quốc bởi các nhà khoa học của Trường cao đẳng
thủy sản Bắc Ninh. Từ năm 2009, cá CVV đã và đang được thử nghiệm nuôi và cho
đẻ nhân tạo tại Trường Đại học Nha Trang. Công trình thử nghiệm này bước đầu đã
thu được những thành công trong sinh sản nhân tạo và nuôi thương phẩm loài cá này
bằng lồng trên biển đặt tại Vịnh Nha Trang. Con giống của cá CVV đã được cung cấp
cho nhiều nông hộ nuôi thương phẩm tại các tỉnh Nam Trung bộ như Phú Yên, Ninh
Thuận và đối tượng cá biển này đang nhận được sự quan tâm của nhiều người dân
nuôi trồng thủy sản ven biển.
Tuy nhiên, bệnh và tác hại của bệnh luôn là một vấn đề đã và đang gây ra
những khó khăn cho nghề nuôi cá biển nói chung, đặc biệt là cá CVV, đối tượng nuôi
mới ở Việt Nam. Vào tháng 8 năm 2010, cá CVV cỡ 6-10cm đang nuôi trong các
lồng tại Vịnh Nha Trang xuất hiện một dạng bệnh lạ với các dấu hiệu đặc trưng: các
nốt phồng rộp nhỏ dưới da, sau đó vỡ tạo nên các điểm thương tổn nhỏ màu nâu.
Mang cá bệnh tiết nhiều dịch nhày với các vùng thương tổn và các hạt nhỏ màu trắng
đục. Một số khối u xuất hiện trên cột sống, khi khối u lớn làm cột sống bị cong, gây
dị dạng cho cá bệnh. Giải phẫu trong ổ bụng đã quan sát được các hạt trắng nhỏ xuất

Loài : Trachinotus blochii Lacepède, 1801
Tên tiếng Anh: Snub-nose pompano
Tên tiếng Việt: Cá chim vây vàng
(Nguồn: trang web của FishBase)
1.1.2 Đặc điểm hình thái
Cơ thể cá CVV hơi tròn, cao, dẹp chính giữa, lưng hình vòng cung. Trên
đường bên vảy sắp xếp khoảng 135 - 136 cái, chiều dài so với chiều cao 1,6-1,7 lần,
so với chiều cao đầu 3,5 - 4 lần, cuống đuôi ngắn và dẹp, đầu nhỏ, chiều cao đầu lớn
hơn chiều dài, môi tù về phía trước. Hai lỗ mũi nằm gần nhau và ở môi trên: lỗ mũi
trước nhỏ hình tròn, lỗ mũi sau to hình bầu dục [3,21,30,39].
Mép phía trước xương nắp mang có dạng hình cung tương đối lớn, mép sau
cong. Xương nắp mang phía sau trơn, màng nắp mang tách rời, mỗi tia mang có 8 – 9
tơ mang ngắn. Đầu và thân có màu trắng bạc, đỉnh đầu có màu xanh xám. Ở những cá
thể trưởng thành thỉnh thoảng có màu vàng cam đặc biệt trên cơ thể nhất là vùng
miệng và nửa sau của thân. Phần đầu không có vảy, cơ thể có nhiều vảy nhỏ dính vào
dưới da. Công thức vây: D.V – VI, I + 18 – 19; A.II, I + 16 – 17; P.I + 17 – 18; G.R 6
– 7 + 8 – 9. Phía trước đường bên có hình cung khá lớn, trên đường bên vảy không có
gờ. Vây lưng thứ 1 hướng về phía trước, gai bằng và có 5 – 6 gai ngắn. Ở cá giống
giữa các gai có màng liền nhau, cá trưởng thành màng thoái hóa thành những gai tách
rời nhau. Vây lưng thứ 2 có 1 gai và 19 – 20 tia vây, phần trước của vây kéo dài hình
lưỡi liềm. Tia vây dài nhất gấp chiều dài của đầu 1,2 – 1,3 lần. Vây hậu môn có 1 gai
và 17 – 18 tia vây, phía trước có hai gai ngắn. Vây hậu môn và vây lưng thứ 2 hình
dạng giống nhau, màu cam sẫm. Vây ngực tương đối ngắn, rộng, màu tối đen. Đuôi
4
xẻ thùy, vây đuôi hình lưỡi liềm. Lưng màu xanh xám, bụng trắng bạc, mình không
có vân đen, vây lưng màu ánh bạc, rìa vây màu tro đen, vây hậu môn hơi vàng, vây
đuôi màu tro [21,30,39].

1.1.3 Sinh thái và phân bố của cá chim vây vàng
a. Phân bố địa lý

Tại Đài Loan, Lâm Liệt Đường (1986) đã thu gom 126 con cá chim vây vàng
loại nhỏ, loại vừa và lớn nuôi chung với nhau để tạo đàn cá bố mẹ. Đến năm 1989,
tác giả bắt đầu thử nghiệm cho sinh sản loài cá này trong điều kiện nhân tạo, trong 5
lần tiêm kích dục tố, thì có 4 lần cá CVV đã đẻ trứng và thụ tinh thành công, thu được
trên 900 vạn trứng, tỷ lệ thụ tinh khoảng 56%. Qua nhiều hình thức thực nghiệm
ương nuôi, nhóm nghiên cứu đã thu được 38,6 vạn giống kích cỡ 2 – 3cm. Đây là
công trình đầu tiên cho cá CVV sinh sản nhân tạo thành công. Đến năm 1991, quy
trình sinh sản nhân tạo loài cá này đã khá hoàn thiện [3,39,30](Lê Phúc Tổ, 2005).
Năm 1993, Trung tâm chuyển giao công nghệ thuộc Trường Đại học Trung
Sơn đã kết hợp với Trại Nghiên cứu giống Thủy sản Quảng Đông – Trung Quốc cho
sinh sản nhân tạo thành công cá CVV ở quy mô nhỏ, ương nuôi cá bột trong các bể xi
6
Hình 1.2: Bản đồ phân bố cá chim vây vàng trên thế giới
(Phần chấm đỏ là khu vực cá phân bố) [3]
măng. Năm 1998, trung tâm này đã kết hợp với Công ty trách nhiệm hữu hạn giống
thủy sản Tháng Lợi – Hải Nam – Trung Quốc cho cá CVV sản xuất giống nhân tạo
thành công trên quy mô lớn, ương nuôi cá bột trong các ao đất [21,30].
Tại Indonesia, Trung tâm phát triển nuôi biển ở Batam (Nur. Muflich
Juniyanto, Syamsul Akbat and Zakimi) đã thành công trong việc sản xuất giống nhân
tạo cá chim vây vàng vào năm 2008. Việc con giống loài cá này được sản xuất nhân
tạo đã làm giảm áp lực khai thác giống cá CVV ngoài tự nhiên. Quy trình sản xuất
giống cá CVV tại Indonesia đã đạt tỷ lệ đẻ 60% -70%; tỷ lệ nở đạt 65% - 75% và tỷ
lệ sống của ấu trùng đạt 20% - 25% [30].
Hsiang Pin Lan & ctv. (2007), đã tiến hành thử nghiệm so sánh ảnh hưởng của
2 loại thức ăn có nguồn protein khác nhau đến tình trạng sức khỏe và tốc độ sinh
trưởng của cá CVV nuôi trên biển, ở phía nam của đảo Hải Nam,Trung Quốc với mật
độ 96con/m
3
, trong các lồng 100m
3

phồng này vỡ ra, trên cột sống cũng xuất hiện các khối u, đôi khi làm cơ thể cá cong
dị dạng. Tuy nhiên, cho đến năm 2010, lĩnh vực nghiên cứu về bệnh ở cá CVV của
Việt Nam còn bỏ ngỏ.
1.3 Những loại bệnh đã được phát hiện ở cá chim vây vàng (cá CVV) nuôi và các
loại cá khác
Theo nghiên cứu của Main & ctv. (2007), khi nghiên cứu trên cá bố mẹ và cá
giống nuôi ngoài tự nhiên của loài cá chim Trachinotus carolinus đã phát hiện một
giống tiên mao trùng -Amyloodinium ký sinh ở mang của loài cá này và khi cảm
nhiễm với cường độ cao có thể gây chết nhiều cá.
Kết quả nghiên cứu Johnson & ctv. (1996), Neilson & ctv. (1987) và Hewitt
(1971) về các loài giáp xác ký sinh trên động vât thủy sản, cho thấy có nhiều loài giáp
xác bậc thấp ký sinh dài ngày trên các ký chủ như cá và chúng tác động đến sinh
trưởng, khả năng sinh sản và gây tỷ lệ chết cao của các loài cá nuôi. Với sự phát triển
của hệ thống nuôi bán thâm canh và thâm canh ở các vùng nước lợ và nuôi biển,
những bệnh do tác nhân là giáp xác ký sinh trở càng lên nghiêm trọng.
Ở Trung Quốc, phía nam Hàn Quốc và Đài Loàn, bệnh cá đã bùng phát do
một loài giáp xác ký sinh là Caligus spp trên cá măng biển (Chanos chanos), rô phi
vằn (Oreochromis mossambicus) và cá mú nghệ (Epinephelus awoara), cá chẽm
(Lates calcarifer) và cá chim vây vàng (Trachinotus blochii) [Lavinia, 1977; Jones,
1980; Lin and Ho, 1993, 1998; Lin & ctv. 1994, 1996, 1997; Choi & ctv., 1995; Wu
and Pan, 1997; Ho, 2000] . Một số loài khác nhau của giống Caligus đã được tìm thấy
8
bao gồm Caligus acanthopagri, C. epidemicus, C. orientalis, C. patulus, and C.
rotundigenitalis (Ho 2000) [20,40,42-47,60].
Năm 2010, Lee & ctv đã có báo cáo về tác nhân vi khuẩn gây bệnh phân lập từ
cá chim vây vàng (Trachinotus blochii) và nghiên cứu đến khả năng chống chịu với
hàm lượng kim loai nặng trong môi trường nước của loài cá này. Nhiều loài môi
trường vi sinh đã được dùng cho nghiên cứu này như: 5% of Horse Blood agar
(HBA), Tryptic Soy Agar (TSA), Mac Conkey, Thiosulphate Citrate Bile Salt
(TCBS), Eosin Methylene Blue (EMB), Glutamate Starch Pseudomonas (GSP),

mẫu
NC
Tên loài
cá bị
bệnh
Tên khoa học
của cá
Cơ quan đã
phân lập
Khối
lượng cá
(g/con)
Thời
gian NC
Malaysia 10 Cá chim
vây vàng
Trachinotus
blochii
Thận, gan,
não, lách
15-200 12/2001-
10/2005
9
4 Cá hồng
đỏ
Lutjanus
eryhtropterus
nt 25-180 10/2005
1 Cá hồng
bạc

và thận
200-700g 2005-
2006
Nhóm nghiên cứu này đã nhận xét rằng, cá CVV là loài rất mẫn cảm với bệnh
Nocadiosis, bệnh này gây ra do một số loài khác nhau thuộc gống vi khuẩn Nocardia
spp. Vi khuẩn Nocardia spp được mô tả là trực khuẩn dạng sợi, phân nhánh, Gram(+)
và kháng acid. Vi khuẩn này đã được phân lập từ não, mang, gan, lách và thận của cá
CVV bị bệnh thu từ nhiều quốc gia khác nhau như: 10 mẫu ở Malaysia, 14 mẫu ở
Trung Quốc và Singapore. Bệnh Nocardiosis ở cá CVV và một số loài cá khác đã
được mô tả các dấu hiệu chính như sau: Một số nốt thương tổn xuất hiện ở da, mang
và một số nội tạng như gan, lách và thận xuất hiện các hạt trắng làm bụng cá trướng
to.
10
Hình 1.3: Cá hồng đỏ (Lutjanus erythopterus) bị bệnh nhiễm trùng hệ thống do vi
khuẩn Nocardia spp (Ảnh của Labrie, 2008)
a. Các hạt trắng tồn tại trong lách cá bị bệnh do vi khuẩn Nocardia;
b. Phồng rộp và xuất huyết ở đuôi cá bị nhiễm Nocardia
Từ cá bị bệnh, các tiêu bản phết đã được thực hiện với bệnh phẩm thu từ mang
và nhiều nội tạng khác nhau của cá bệnh và một loại vi khuẩn dài, phân nhánh, gram
dương, kháng acid đã được phát hiện trong mô của mang, gan, lách và thận cá bệnh.
Tuy nhiên, nhóm tác giả này cho biết chỉ có 55% trường hợp phân lập được vi khuẩn
này mặc dù các dấu hiệu bệnh lý thường biểu hiện giống nhau ở tất cả những trường
hợp. Bằng phương pháp mô học truyền thống kết hợp với thực hiện các phản ứng
sinh hóa, các tác giả đã xác định được tác nhân gây ra loài bệnh này ở nhiều loài cá
như cá CVV (Trachinotus blochii , cá hồng đỏ (Lutjanus erythopterus), cá mú là 2
loài vi khuẩn Nocardia seriolae và N. asteriodes. Bằng thí nghiệm cảm nhiễm chủng
vi khuẩn Norcadia seriolae vào cá đuôi vàng khỏe, các nhà khoa học đã chứng minh
rằng Nocardia seriolae là tác nhân chính gây bệnh Nocardiosis ở các loài cá này.
Theo nhóm tác giả này, cá CVV nuôi ở nhiều quốc gia thuộc khu vực châu Á như
Trung Quốc, Malaysia, Singapore và Indonesia đều rất mẫn cảm với bệnh

(SPM), chloramphenicol (CP), oxolinic acid (OX), và sulfamonomethoxine (SMM)
lại bị vi khuẩn này kháng [28,29].
Tuy nhiên, sự kiểm soát bệnh Nocardiosis ở cá nuôi vẫn có khả năng thực hiện
được nếu như có một lại vaccine hiệu quả được phát triển, để chống lại vi khuẩn gây
bệnh này. Kusuda và Nakagawa (1978) đã thử nghiệm một loại vaccine chống lại sự
lây nhiễm của N. seriolae. Các tác giả này đã xem xét mức độ hình thành kháng thể
đặc hiệu trong huyết thanh thông qua khả năng gây ngưng kết của huyết tương cá đã
được chủng ngừa bởi các tế bào vi khuẩn N. seriolae được bất hoạt bởi formalin
(FKC) hoặc được bất hoạt bởi nhiệt (HK). Kết quả cho thấy mức độ gây ngưng kết
12
của huyết thanh ở cá được chủng ngừa tăng hơn 1000 lần so với cá không chủng ngừa
[36].
Mặt khác Shimahara & ctv. (2005), đã công bố rằng, cá đuôi vàng được chủng
ngừa với FKC hay hỗn hợp FKC với tá dược Freund không hoàn toàn (FKC-FIA) đã
không cho thấy khả năng bảo vệ nào sau khi bị cảm nhiễm vi khuẩn Nocardia, mặc
dù họ đã quan sát được sự gia tăng của hàm lượng kháng thể trong huyết thanh [55].
Mới đây, Salonius & ctv. (2005), đã xem xét tính hiệu quả của nhiều dòng
Nocardia khác nhau như là vaccine sống, để chống là bệnh Nocardiosis gây ra ở cá
đuôi vàng. Thêm vào đó, tác giả cũng tìm hiểu khả năng sống sót của cá được tiêm
vaccine sống sau đó bị cảm nhiễm bởi vi khuẩn N. seriolae [54].
Năm 2006, Itano & ctv đã nghiên cứu hiệu quả của vaccine sống từ các chủng
vi khuẩn N. soli, N. fluminea, N. uniformis tiêm vào cá đuôi vàng (Seriola
quinqueradiata. Để chống lại bệnh do Nocarsia seriolae gây ra ở cá đuôi vàng. Kết
quả cho thấy loại vaccine này có hiệu quả sinh ra các kháng thể chống lại bệnh do vi
khuẩn Nocardia serolae gây ra [29].
Năm 2005, Wang & ctv đã nghiên cứu bệnh do loài vi khuẩn Nocardia sp gây
ra ở loài cá có tên khoa học là Larimichthys crocea, nuôi tại Trung Quốc. Trong 16
tháng nghiên cứu từ tháng 8 năm 2003, tác giả đã bắt gặp hiện tượng chết ở loài cá
này (Larimichthys crocea), cá bệnh có kích thước 25 – 30 cm. Các dấu hiệu bệnh lý
trên cá bệnh đã được mô tả là tương tự như dấu hiệu của bệnh Nocardiosis đã được

(Ảnh của Wang, 2007)
Hình 1.6: Loài cá Larimichthys crocea
bị bệnh Nocardiosis với các hạt trắng
ở lách, thận của cá bệnh
(Ảnh của Wang, 2005)
Hình 1.8: Mang bết dính và hạt
trắng xuất hiện một loại cá đuôi
vàng (Seriola)
(Ảnh của Sheppard 2010)
Hình 1.9: Các hạt trắng xuất hiện
ở lách ở một loại cá đuôi vàng
(Seriola)
(Ảnh của Sheppard 2010)
này có cấu trúc gen tương tự (99,9%) như loài vi khuẩn Nocardia seriolae. Đây là
thông báo đầu tiên về bệnh Nocardiosis ở cá lóc (hình 1.6) [58].
Theo kết quả nghiên cứu Sheppard & ctv. (2010), khi cá bị bệnh Nocardiosis
đã thường xuất hiện các dấu hiệu bệnh lý như: các nốt phồng rộp rồi lở loét trên thân,
và các u xương dọc theo xương sống. Một số cá xuất hiện các đốm trắng nhỏ trong
nội tạng cá như gan, thận, lách và đường kính của hạt trắng dao động trong khoảng 1-
2 mm. Các hạt trắng này đôi khi còn bắt gặp trên màng treo ruột và bóng hơi [56].
Trên cá hồi nuôi ở châu Âu, Bệnh Piscirickettsiosis gây ra bởi loài vi khuẩn
Piscirickettsia salmonis, một vi khuẩn gram âm, ký sinh nội bào bắt buộc, không thể
nuôi cấy trên môi trường tổng hợp, là vi khuẩn có nhiều hình dạng như hình cầu, hình
nhẫn, thường kết cặp. Vi khuẩn này được xếp vào nhóm gamma – proteobacteria
thuộc họ Piscirickettsiaceae. Bệnh này được thông báo xảy ra ở các loài cá thuộc họ
cá hồi (Samonideae) nuôi ở nhiều nơi trên thế giới như Chile, Ireland, Norway,
Canada và có thể gây chết tích lũy 10-90%. Cá hồi khi bị bệnh Piscirickettsiosis
thường thể hiện một số dấu hiệu chính như: xuất hiện những vết loét nông có xuất
huyết hay một số điểm trắng trên da, bụng sưng, giải phẫu nội tạng cho thấy lá lách
và thận sưng to, gan có nhiều u hạt trắng. Tuy nhiên, những u hạt màu trắng này

bản (Anguilla japonica) khi bị bệnh này lại thường gây ra những u hạt sáng màu
trong các cơ quan nội tạng. Những u hạt màu trắng chứa đầy vi khuẩn xuất hiện ở
mang, thận, gan, lá lách của loài cá striped bass do nhiễm khuẩn Edwardsiella tarda
cũng đã được mô tả [22].
Theo Liu P.C & ctv. (2003), cá giò (Rachycentron canadum) với khối lượng
khoảng 3 kg/con nuôi tại Đài Loan đã xảy ra hiện tượng chết với tỷ lệ cao. Cá bị bệnh
đã thể hiện các dấu hiệu chính là tồn tại các u hạt màu trắng ở thận, gan và lách, đặc
biệt gặp ở thận. Vi khuẩn Photobacterium damsela,tlà một loài trực khuẩn, Gram (-),
không vận động đã được xác nhận là tác nhân gây ra bệnh Photobacteriosis mãn tính
ở cá giò gần trưởng thành và chủng vi khuẩn này có thể gây ra dạng bệnh cấp tính ở
cá giò giai đoạn còn nhỏ (< 1kg/con). Độc lực của loài Photobacterium damsela đối
với cá giò (cobia) đã được xác định với giá trị LD
50
=1,03x 10
4
cfu/ml [47].
Theo Kei Yuasa (2003), cá tra (Pangasius hypophthalmus) nuôi ở Indonesia
đã bị bệnh đốm trắng ở gan thận, bệnh xuất hiện lần đầu vào tháng 2/ 2002, tại 2
nông trại nuôi cá ở miền trung Sumatra, gây chết 50-100% cá nuôi trong 2 tuần. Cá
bệnh đã bộc lộ các dấu hiệu bệnh như: mang nhợt nhạt, bụng sưng to, xuất huyết ở
gốc vây và xung quanh hậu môn, giải phẫu nội tạng cho thấy gan, lá lách và tiền thận
có nhiều đốm trắng với đường kính 1-2mm. Từ gan, thận của cá bệnh người ta đã
phân lập được một dạng vi khuẩn hình que, gram (-), kích thước thay đổi từ 1,2-
15mm, có khả năng di động nhưng yếu ở 25
o
C, không di động ở 37
o
C. Các phản ứng
16
sinh hóa của vi khuẩn này đã được kiểm tra bằng kít API 20 và kết quả cho thấy hầu

rằng, bệnh mủ ở thận và gan của cá tra nuôi tại ĐBSCL (Việt Nam) do vi khuẩn
Edwardsiella ictaluri, Gram âm gây ra [2].
17
Lý Thị Thanh Loan và ctv. (2007) cũng đã công bố về tác nhân gây bệnh đốm
trắng ở gan thận của cá tra nuôi tại ĐBSCL, nhưng kết quả lại khác nhiều so với các
công bố trước đó của Từ Thanh Dung (2004) và Trần Thị Thanh Tâm (2003). Tác giả
này cho rằng, tác nhân gây bệnh đốm trắng (mủ) ở gan thận của cá tra nuôi ở ĐBSCL
là một trực khuẩn gram (+), kỵ khí, có sinh bào tử, bào tử thường nằm ở vị trí chính
giữa, cuối hoặc gần cuối tế bào bị biến dạng. Nhuộm gram là phương pháp tốt nhất để
nhận diện vi khuẩn này vì khi tế bào vi khuẩn bắt màu của thuốc nhuộm, nhưng bào
tử thì không. Hình ảnh kính hiển vi điện tử cho thấy, vi khuẩn này có hiện tượng xâm
nhập nội bào trong các đại thực bào của gan, thận ở cá bệnh. Kết luận ban đầu của tác
giả cho rằng đây là vi khuẩn này thuộc giống Clostridium sp. Trong nghiên cứu này,
5 chủng vi khuẩn đã được bắt gặp với tần số khác nhau: A. hydrophila (38,8%), A.
caviae (2,04%), A. sobria (4,08%), Pseudomonas sp (4,08%), Clostridium sp (40,8%)
và Edwardsiella ictaluri (4,1%) từ 49 mẫu cá tra với dấu hiệu bệnh lý đặc trưng được
đưa vào phân lập. Chủng Clostridium sp đã chết 100% và bộc lộ các u hạt trắng trong
nội tạng cá bệnh khi cảm nhiễm trên cá khỏe. Trong khi đó A. hydrophila lại chỉ gây
ra các dấu hiệu xuất huyết ở gốc vây, miệng, mắt của cá bệnh, chủng Edwardsiella
ictaluri đã làm cho cá có hiện tượng chướng bụng do chứa hơi và dịch ở dạ dày và
ruột, bốc mùi hôi nhưng không gây ra hiện tượng chết hàng loạt sau 7 ngày cảm
nhiễm [8, 48].
Những mô tả tương tự cũng được miêu tả bởi H W Ferguson và ctv, 2001.
Ngoài ra, dạng tiền bào tử (prespore) và bào nang của Myxobolus và Sphaerospora-
18
Hình 1.11. Vi khuẩn Clostridium là trực khuẩn G(+),có nội bào tử (A); có tiên
mao (C); có xâm nhập nội bào (B) (Ảnh của Lý Thị Thanh Loan, 2007)
like cũng được tìm thấy trong các tiểu cầu thận. Gắn với những đám hoại tử trong
thận, lá lách và gan luôn tồn tại một lượng lớn vi khuẩn dạng que kích thước từ trung
bình đến dài thường bao quanh rìa của vết hoại tử, tích tụ với nhau thành từng bó và

ở 37
o
C, các đặc điểm này có mức tương đồng cao với chủng vi khuẩn Edwardsiella
ictaluri trong hệ thống phân loại của Bergey đã phân lập được. Loài vi khuẩn đã phân
lập được đã gây chết 100% cá tra khỏe sau khi bị cảm nhiễm với bằng cách tiêm vào
ổ bụng [4].
19
Từ các kết quả nghiên cứu trong và ngoài nước đã công bố cho thấy, dạng
bệnh lý xuất hiện các đốm trắng kiểu u hạt trong mô của các tổ chức nôi tạng của cá
bệnh phần lớn đã liên quan tới tác nhân là vi khuẩn. Do vậy, trong nghiên cứu hội
chứng đốm trắng nội tạng ở cá chim vây vàng nuôi tại Khánh Hòa, vi khuẩn cũng là
hướng nghiên cứu được tập trung chủ yếu.

Phần 2: PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
2.1 Đối tượng, thời gian và địa nghiên cứu
20
- Đối tượng nghiên cứu: Bệnh đốm trắng trong nội tạng cá chim vây vàng
(Trachinotus blochii) nuôi lồng tại Vũng Ngán – Nha Trang – Khánh Hoà.
- Thời gian nghiên cứu: từ tháng 04/2010 đến 4/2011.
- Địa điểm nghiên cứu:
 Mẫu cá bệnh được thu tại các lồng nuôi ở cơ sở thực nghiệm của Trường Đại
học NhaTrang, đặt tại Vũng Ngán, trên Vịnh Nha Trang, tỉnh Khánh Hòa.
 Các mẫu cá được phân tích mô bệnh học, vi khuẩn học và ký sinh trùng học
tại phòng bệnh học thủy sản, thuộc khoa Nuôi trồng Thủy sản, Đại học Nha Trang.
 Chụp kính hiển vi điện tử được thực hiện tại Viện Vệ sinh Dịch tễ Hà Nội.
 Cá thí nghiệm được nuôi từ 1-2 cm lên đến 7- 8 cm tại Trại thực nghiệm
nước mặn của Bộ môn Kỹ thuật Nuôi trồng Hải sản, Ba làng, Phường Vĩnh Hòa Nha
Trang.
 Thí nghiệm cảm nhiễm vi khuẩn vào cá khỏe bằng phương pháp tiêm được
thực hiện tại trại tôm giống thuê ở Ba Làng, Vĩnh Hòa, Nha Trang.

(Trachinotus blochii) nuôi tại Vũng Ngán, Nha Trang, Khánh Hòa
Kết luận và đề xuất ý kiến
Nghiên cứu tác
nhân gây bệnh đốm
trắng trong nội tạng
của cá CVV
Mô tả các dấu
hiệu bệnh lý
chính
Nghiên cứu biến
đổi mô bệnh học ở
các tổ chức của cá
bệnh.
Xác định vai
trò của ký
sinh trùng
Xác định
vai trò của
vi khuẩn
Hình 2.1 Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu của đề tài
1. Dung dịch muối khoáng bao gồm có: 3g Kali đi hydro sun phát (KH
2
PO
4
); 3g
Sodium glutamate, 6g NaCl hòa tan trong 300ml nước cất. Dung dịch này được hấp
tiệt trùng bằng autoclave, ở nhiệt độ 121
o
C, trong thời gian 30 phút. .
2. Dung dịch malachite green, 2%: Hòa tan 2g bột Malachite green với 100ml

ngọn lửa đèn cồn. Sau đó nhỏ Carbol fuchsin (0,03g fuchsin pha trong 10ml cồn
23
etylic 95%, rồi bổ sung thêm 5g phenol và 95ml nước cất) tràn trên mặt vết bôi và hơ
nóng lam phết này trên ngọn lửa nhỏ để bốc hơi trong 10 phút, tuy nhiên không nên
để khô vết bôi, do vậy Carbol fuchsin đã được bổ sung. Tiếp theo đưa lam mẫu rửa
nhẹ nhàng với nước sạch (nước có thể dùng để uống) trước khi làm mất màu bằng
acid acetic 0,5% trong 20-30 giây. Tiếp theo nhuộm tiêu bản phết bằng Methylene
blue (0,3g bột methylene blue pha trong 100ml nước cất) trong 60 giây, rồi rửa nhẹ
bằng nước uống và để khô rồi quan sát ở kính hiển vi dưới vật kính dầu (100x) để
phát hiện phần cơ chất của các tổ chức vật chủ bắt màu xanh của methylene blue, các
khuẩn lạc hay các tế bào của vi khuẩn kháng acid bắt mầu hồng tím của Fuchsine.
** Phương pháp nhuộm Gram: Phương pháp này nhằm nhận dạng ra các tế bào
hay khuẩn lạc vi khuẩn trong mô của vật chủ và xếp vi khuẩn đó vào 1 trong 2 nhóm:
Gram (+) hoặc Gram (-). Các thao tác được tiến hành như sau: Sau khi đã tạo được
các tiêu bản phết từ mô nội tạng của cá bệnh như đã trình bày ở mục trên, để tiêu bản
khô ở nhiệt động phòng và cố định tiêu bản trên ngọn lửa đèn cồn thì bắt đầu nhuộm.
Thuốc nhuộm tím crystal (bao gồm: 2g tím crystal hòa tan trong 20ml cồn etylic, sau
đó trộn lẫn với 80 ml dung dịch ammonium oxalate 1% trong nước cất) được nhỏ tràn
lên bề mặt của vết mô phết và để vậy trong 30-60 giây. Sau đó rửa nhẹ bằng nước
vòi, vẩy khô. Tiếp tục nhỏ tràn dung dịch lugol lên bề mặt của vết mô phết trong 1
phút sau đó rửa nhẹ và lại vẩy khô nước. Tiếp tục làm mất màu tím bằng cồn-aceton
rồi rửa nhẹ và vẩy khô. Sau đó thuốc nhuộm Fuchsin được nhỏ tràn trên vết mô phết
trong 1- 2 phút. Cuối cùng rửa nước chảy nhẹ, để khô tự nhiên và quan sát dưới kính
hiển vi ở độ phóng đại 1000 lần trong dầu. Vi khuẩn Gram (+) có mầu tím và vi
khuẩn Gram (-) có mầu hồng.
c. Phương pháp phân lập vi khuẩn từ cá bệnh
Bệnh phẩm thu từ gan, thận, lách và mang của cá bệnh được cấy trên các môi
trường phân lập như TSA (hoặc NA), TCBS trong các đĩa lồng và cấy trên mặt
nghiêng của môi trường Ogawa trong các ống nghiệm. Các môi trường sau khi cấy
được ủ ở nhiệt độ 26 – 28

được bị nghi ngờ là tác nhân gây bệnh vào cá khỏe
Hình 2.2 : Sơ đồ khối mô tả các bước thực hiện khi nghiên
cứu tác nhân vi khuẩn từ cá bệnh
25