i

LỜI CẢM ƠN

Trước tiên, tôi xin chân thành cảm ơn các thầy cô giáo Viện Công nghệ sinh
học và Môi trường, trường Đại học Nha Trang đã luôn quan tâm, chỉ bảo và giảng
dạy nhiệt tình, giúp cho tôi có được những kiến thức quý báu trong suốt thời gian
học tập tại trường.
Tôi xin dành lời cảm ơn sâu sắc nhất đến Tiến sĩ Lê Lập, trưởng Bộ môn
Nghiên cứu Vi trùng, Tiến sĩ Võ Thành Thìn, phó trưởng Bộ môn Nghiên cứu Vi
trùng, anh Lê Trung Hiếu, chị Đặng Thị Sao Mai, anh Lê Đình Hải và các anh chị
thuộc Bộ môn Nghiên cứu Vi trùng, Phân viện thú y miền Trung đã định hướng, dìu
dắt và tận tình hướng dẫn tôi trong suốt thời gian tôi thực tập tại phân viện.
Tôi xin chân thành cảm ơn Thạc sĩ Văn Hồng Cầm, Bộ môn Công nghệ sinh
học, Viện Công nghệ sinh học và Môi trường, đã luôn luôn nhiệt tình hướng dẫn và
giúp đỡ tôi trong suốt thời gian tôi thực hiện đồ án tốt nghiệp này.
Cuối cùng, tôi bày tỏ lòng biết ơn chân thành đến gia đình, bạn bè, những
người luôn quan tâm giúp đỡ, động viên, đồng thời là chỗ dựa tinh thần rất lớn
giúp tôi hoàn thành tốt mọi công việc được giao trong suốt thời gian học tập và
thực hiện đồ án vừa qua.

Nha Trang, tháng 06 năm 2012
Sinh viên

Đoàn Văn Tiến

ii

MỤC LỤC
LỜI CẢM ƠN i
MỤC LỤC…… ii

CHƯƠNG II: NỘI DUNG, NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN
CỨU 21
2.1. Đối tượng nghiên cứu 21
2.2. Nội dung nghiên cứu 21
2.3. Nguyên liệu nghiên cứu 21
2.3.1. Mẫu bệnh phẩm 21
2.3.2. Môi trường, hóa chất dùng trong nghiên cứu 21
2.3.3. Dụng cụ và thiết bị nghiên cứu 22
2.4. Phương pháp nghiên cứu 23
2.4.1. Phương pháp lấy mẫu ngoáy hầu họng ở gà 23
2.4.2. Phương pháp tách chiết DNA Cp. psittaci từ mẫu ngoáy hầu họng 23
2.4.2.1. KIT chiết tách DNA 23
2.4.2.2. Quy trình chiết tách DNA 23
2.4.3. Chuẩn hóa nested PCR phát hiện Cp. psittaci trong mẫu bệnh phẩm 24
2.4.3.1. Phương pháp xác định nhiệt độ gắn tối ưu của mồi 25
2.4.3.2. Phương pháp xác định tính đặc hiệu của mồi 25
2.4.4. Phương pháp nested PCR phát hiện gen omp1 27
2.4.5. Phát hiện DNA: Phương pháp điện di trên gel agarose 29
CHƯƠNG III: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 31
3.1. Chuẩn hóa phản ứng nested PCR 31
3.1.1. Xác định nhiệt độ gắn tối ưu của mồi 31
3.1.2. Xác định tính đặc hiệu của mồi 35
3.2. Kết quả khảo sát tình hình nhiễm Cp. psittaci trên gà tại Khánh Hòa 37
3.2.1. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo độ tuổi của gà 41
3.2.2. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo loại gà 43
iv

3.2.3. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo phương thức
chăn nuôi 44
CHƯƠNG IV: KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 46


Bảng 3.4. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo độ tuổi của gà 42

Bảng 3.5. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo loại gà 43

Bảng 3.6. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo phương thức
chăn nuôi 44 vi

DANH MỤC HÌNH VẼ VÀ ĐỒ THỊ

Hình 1.1. Ảnh chụp hiển vi điện tử về sự lan truyền của vi khuẩn
Chlamydophila psittaci dạng thể vùi (INCLUS) trong các tế bào
L929 được gây nhiễm. 5

Hình 2.1. Sơ đồ minh họa vị trí gắn hai cặp mồi Cp1-F, Cp1-R, Cp2-F và
Cp2-R trên gen omp1 của vi khuẩn Chlamydophila psittaci 28

Hình 3.1. Kết quả điện di gradient PCR gen omp1 của vi khuẩn
Chlamydophila spp. sử dụng cặp mồi Cp1-F và Cp1-R với nhiệt độ
bắt cặp dao động trong khoảng Ta = 48-58
0

ppm part per million
DNA Deoxyribonucleic acid
RNA Ribonucleic acid
PCR Polymerase chain reaction
µl
microlitre
opt optimum
T Temperature
P-value Trị số thống kê
VD variable domain
LD Leading peptide
MOMP Major outer membrane protein 1

LỜI MỞ ĐẦU
Chăn nuôi gà là nghề chăn nuôi có truyền thống lâu đời và chiếm vị trí quan
trọng thứ hai (sau chăn nuôi lợn) trong toàn ngành chăn nuôi của Việt Nam. Theo
Trần Công Xuân (2008), ngành chăn nuôi gà cung cấp khoảng 350-450 ngàn tấn thịt
và hơn 2,5-3,5 tỷ quả trứng hàng năm. Chăn nuôi gà chiếm 72-73% trong tổng số
đàn gia cầm hàng năm (Quyết định của Thủ tướng Chính phủ số 10/2008/QĐ-TTg
ngày 16/01/2008).
Mỗi năm ngành chăn nuôi gà đã sản xuất một khối lượng thịt hơi chiếm
khoảng 14- 15% trong tổng khối lượng thịt hơi các loại (thịt lợn chiếm 75-76%).
Theo số liệu của Tổng Cục thống kê năm 2003, sản lượng thịt, trứng gà đạt cao
nhất; khối lượng thịt gà là 271,7 ngàn tấn và số lượng trứng là 3,5 tỷ quả. Năm

như ảnh hưởng tới sức khỏe cộng đồng. Nhằm hiểu biết thêm về tình hình nhiễm
bệnh Chlamydophilosis do vi khuẩn Chlamydophila psittaci gây ra trên gà tại nội
tỉnh Khánh Hòa, chúng tôi tiến hành đề tài: “Khảo sát tình hình nhiễm
Chlamydophila psittaci trên gà tại Khánh Hòa”.
Mục tiêu của đề tài là đánh giá tình hình nhiễm Cp. psittaci trên gà ở mọi
lứa tuổi tại tỉnh Khánh Hòa.
Nội dung nghiên cứu của đề tài bao gồm:
- Chuẩn hóa phản ứng PCR phát hiện Cp. psittaci trong mẫu bệnh phẩm.
- Xác định tỷ lệ nhiễm Chlamydophila psittaci trên gà theo các chỉ tiêu về độ
tuổi, loại gà và phương thức chăn nuôi.

3

CHƯƠNG I: TỔNG QUAN TÀI LIỆU
1.1. Khái niệm và lịch sử bệnh Chlamydophilosis
Bệnh Chlamydophilosis (Chlamydiosis) trên gia cầm do vi khuẩn
Chlamydophila psittaci (Cp. psittaci) gây ra. Bệnh được phát hiện lần đầu tiên trên
Vẹt và được gọi là “bệnh sốt vẹt” (psittacosis) vào những năm 1929-1930. Trong
khoảng thời gian này, bệnh được chú ý trên phạm vi toàn thế giới khi xuất hiện trên
các đối tượng gia cầm ở 12 quốc gia. Tại Mỹ, người ta cho rằng bệnh lây lan do Vẹt
rừng Amazon vùng Nam Mỹ. Năm 1931, các điều lệ gắt gao đã được thực hiện
nhằm hạn chế việc nhập khẩu vẹt từ các nước nhiệt đới. Suốt thời gian này,
Leventhal, Cole và Lillie độc lập quan sát các thể ái kiềm rất nhỏ trong mô của
chim và người bị nhiễm bệnh và cho rằng chính các thể này là tác nhân gây bệnh.
Mối quan hệ giữa các thể ái kiềm và nguyên nhân gây bệnh Chlamydophilosis cuối
cùng cũng được thiết lập bởi Bedson và Bland (Meyer, 1965).
Năm 1939, vi khuẩn Cp. psittaci phân lập được từ bồ câu tại Nam Phi và
California (Mỹ). Cũng tại thời điểm này, bệnh do Cp. psittaci xuất hiện trên hai
người dân New York (Mỹ) sau khi có tiếp xúc với bồ câu hoang dã nhiễm bệnh.
Năm 1942, kết quả khảo sát huyết thanh cho thấy vịt và gà tây là loài vật nhiễm Cp.

Vi khuẩn Cp. psittaci là cầu khuẩn gram âm, sống ký sinh trong tế bào vật
chủ. Thành tế bào của Cp. psittaci không có lớp peptidoglycan. Trong tế bào vật
chủ, vi khuẩn Cp. psittaci thường tồn tại ở 3 dạng riêng biệt về mặt hình thái (hình
1.1):
- Thể trung gian hay thể sơ cấp (elementary bodies - EB),
- Thể mắc lưới không gây nhiễm (non-infectious reticulate bodies - RB)
- Thể trung cấp (intermediate bodies- IB).
5 Hình 1.1. Ảnh chụp hiển vi điện tử về sự lan truyền của vi khuẩn
Chlamydophila psittaci dạng thể vùi (INCLUS) trong các tế bào
L929 được gây nhiễm.
(Độ phóng đại: 15,000 lần (Andersen và Vanrompay, 2008))
Quá trình xâm nhiễm vào tế bào chủ được bắt đầu bởi các EB có đường kính
250-300 nm. Các EB có dạng cầu nhỏ, thường tập trung thành những đám dày đặt
với lớp vỏ bền vững với môi trường và khi di chuyển giữa các tế bào vật chủ. Sau
khi xâm nhiễm vào tế bào chủ, các EB được chuyển vào các không bào trong tế bào
chất (intracytoplasmic vacuoles) và chuyển thành các thể mắc lưới không gây nhiễm
(non-infectious reticulate bodies - RB). Các RB có đường kính khoảng 400 - 600
nm, có khả năng thẩm thấu, thành tế bào không ổn định tạo điều kiện cho các hoạt
động trao đổi chất. Tại đây, quá trình nguyên phân xảy ra tạo ra các thế hệ tiếp theo,
6

sau đó chuyển thành các EB hoàn chỉnh. Các EB hoàn chỉnh phá vỡ thành tế bào
chủ và giải phóng ra ngoài. Trong suốt quá trình trưởng thành của các thể EB mới,
ta có thể quan sát thấy các thể IB tồn tại trong tế bào chủ. Thể IB có lõi đặc với các
sợi nucleoid bao quanh. Toàn bộ quá trình xâm nhiễm, phân chia và phá vỡ tế bào
chủ của vi khuẩn Cp. psittaci kéo dài khoảng 28-32 giờ (Woldehiwet, 2008).
Mặc dù Cp. psittaci là vi khuẩn thuộc nhóm gram âm, song phương pháp

mã hóa cho 4 phân đoạn protein trong cấu trúc của MOMP (VDI đến VDIV). Các
quyết định kháng nguyên thường nằm trên vùng không biến đổi và một phần của
vùng VDIV. Quyết định kháng nguyên liên quan đến các serovar của Cp. psittaci
thường nằm ở vùng VDI và VDII (Andersen và Varompay, 2008).
LPS (Lipopolysaccharide) trên thành tế bào cũng có tính kháng nguyên
mạnh và thường biểu hiện như là kháng nguyên bề mặt ở các thể EB và RB. LPS có
trọng lượng phân tử khoảng 10 kDa và mang các đặc tính giống như LPS của vi
khuẩn đường ruột (Brade và cs., 1987; Newman và cs., 1992).
Bằng kĩ thuật vi miễn dịch huỳnh quang với kháng thể đơn dòng kháng
protein màng ngoài (MOMP), các chủng Cp. psittaci gây bệnh trên gia cầm được
xác định là thuộc 8 serovar (từ A đến F, M56 và WC) (Bảng 1.1) (Andersen, 1991;
Vanrompay và cs., 1993a).
Các serovar gây bệnh trên gia cầm thường mang tính đặc trưng loài. Serovar
A thường liên kết với loài chim và có thể gây bệnh sang người; serovar B liên kết
với bồ câu nhưng cũng đã được phân lập từ các loài chim khác. Các chủng thuộc
serovar B có thể là mối nguy tiềm tàng cho sức khỏe người nuôi chim mặc dù khả
năng gây bệnh của chúng có vẻ như thấp hơn so với các chủng thuộc serovar A.
Serovar C được xác định lần đầu tiên trên các chủng Cp. psittaci phân lập từ vịt và
ngỗng. Tuy nhiên, các chủng thuộc serovar C cũng đã được phân lập từ gà tây và gà
gô. Các chủng Cp. psittaci phân lập từ gà tây chủ yếu thuộc serovar D. Ngoài ra
serovar D cũng được phân lập từ diệc và mòng biển. Bác sĩ thú y và người tiếp xúc
với gia cầm có nguy cơ cao nhiễm các chủng thuộc serovar D. Serovar E được phân
lập đầu tiên vào thời điểm bùng phát bệnh viêm phổi suốt những năm đầu 1930.
8

Các chủng Cp. psittaci thuộc serovar E có thể gây bệnh cho rất nhiều loài động vật
như bồ câu, vịt, gà tây, các loài chim chạy (ratile). Serovar F là các chủng phân lập
được từ chim và gà tây. Serovar M56 phân lập được trên chuột xạ, chuột hương và
thỏ rừng (Spalatin và cs., 1966). Serovar WC phân lập lần đầu tiên từ ổ dịch bò bị
tiêu chảy (Page, 1967). Tất cả các serovar này đều có thể lây nhiễm cho con người

khoảng 50% (Raso và cs., 2002; Vanrompay, 2008). Một số nghiên cứu cho thấy tỷ
lệ nhiễm Cp. Psittaci trên bồ câu là 35,9-60%, tỷ lệ này trên bồ câu hoang giao
động khoảng từ 12,5-95,6% (Haag-Wackernagel, 2005; Laroucau và cs., 2005;
Tanaka và cs., 2005; Geigenfeind và cs., 2011). Đây là nguồn gây nhiễm nguy hiểm
cho gia cầm cũng như người tiếp xúc trực tiếp với loài vật nhiễm bệnh.
1.2.6. Con đường lây nhiễm Cp. psittaci
Đường lây nhiễm Cp. psittaci chủ yếu là qua đường hô hấp do gia cầm tiếp
xúc trực tiếp với gia cầm bệnh hoặc tiếp xúc với phân, nước mũi mang mầm bệnh.
Vi khuẩn Cp. psittaci xâm nhập vào cơ thể gia cầm qua đường hô hấp, sau đó nhân
lên và sản sinh các thể EB, RB trong phổi, túi khí, màng ngoài tim và theo hệ thống
mao mạch đến các cơ quan như gan, thận, lách. Sau 48 giờ lây nhiễm, vi khuẩn Cp.
psittaci có thể được thải ra ngoài qua phân và nước mũi - đây là nguồn lây nhễm
chủ yếu trong đàn và trong quá trình vận chuyển (Woldehiwet, 2008). Thời gian
thải mầm bệnh có thể kéo dài đến 60 ngày sau khi nhiễm bệnh (Tappe và cs., 1989).
Số lượng mầm bệnh thải qua dịch mũi thường cao hơn rất nhiều so với qua phân,
đặc biệt trong giai đoạn đầu của quá trình lây nhiễm (Andersen, 1996).
Vi khuẩn Cp. psittaci có thể lan truyền nhờ chuột, ve và ruồi (Longbottom và
Coulter, 2003). Chim được xem là những vector lây truyền bệnh tốt nhất do chúng
thường tiếp xúc với phân và xác động vật bị nhiễm bệnh và có tính động cao
(Everett và cs., 1999b).
10

Quá trình lây truyền dọc qua trứng cũng có thể xảy ra nhưng với tỷ lệ thấp.
Tuy nhiên, đây là nguồn lây nhiễm nguy hiểm trong những đàn gia cầm mang trùng
(Wittenbrink và cs., 1993; Lublin và cs., 1996).
1.3. Triệu chứng bệnh Chlamydophilosis
Thời gian ủ bệnh phụ thuộc vào nhiều yếu tố như độc lực của chủng vi khuẩn
gây bệnh, số lượng vi khuẩn lây nhiễm, loài và độ tuổi của động vật mẫn cảm. Đối
với gia cầm non nhiễm chủng độc lực cao thì thời gian ủ bệnh khoảng 5-10 ngày.
Trong khi đó, ở gia cầm trưởng thành nhiễm chủng độc lực yếu thì thời gian ủ bệnh

như bệnh salmonela, bệnh tricomonas, và bệnh do virus gây ra (virus gây bệnh
Herpes và virus gây bệnh quai bị) (Longbottom và Coulter, 2003). Vịt bị nhiễm
bệnh cũng thường không biểu hiện triệu chứng nhưng nếu người tiếp xúc với chúng
có thể mắc bệnh viêm phổi nghiêm trọng (Laroucau và cs., 2009). Trong một số
trường hợp, các chủng Cp. psittaci có thể gây nhiễm ở các loài động vật có vú khác,
như chó (Sprague và cs., 2009), ngựa (Theegarten và cs., 2008), và lợn (Kauffold và
cs., 2006), đồng thời gây ra hiện tượng chết yểu và viêm phổi.
1.4. Bệnh tích bệnh Chlamydophilosis
Bệnh tích bệnh Chlamydophilosis phụ thuộc vào loài cảm nhiễm và thời gian
mắc bệnh. Gia cầm nhiễm chủng Cp. psittaci độc lực thấp thường ít thể hiện bệnh
tích hơn so với gia cầm nhiễm chủng độc lực cao. Một trong những bệnh tích
thường gặp ở gia cầm mắc bệnh là viêm màng thanh dịch; viêm màng ngoài bao
tim; phổi xung huyết; màng túi khí mờ đục; gan, lách sưng to, dễ vỡ và có thể có
những điểm hoại tử trên bề mặt. Một số ca bệnh có thể hiện viêm cơ tim, viêm phổi
(Woldehiwet, 2008). Khi gia cầm mắc bệnh thể mạn tính, lách sưng to, gan có
những khối u. Bệnh tích vi thể thường gặp là sự tăng sinh tế bào và xuất hiện các
khối u kèm theo các biểu hiện viêm tại phế quản, phổi (Woldehiwet, 2008;
Vanrompay, 2008).
12

1.5. Chẩn đoán bệnh Chlamydophilosis
Phương pháp được sử dụng để chẩn đoán sự nhiễm Cp. psittaci gồm có bốn
bước căn bản:
 Bước một: Quan sát trực tiếp vi khuẩn trong mẫu lâm sàng bằng kĩ
thuật nhuộm.
 Bước hai: Phân lập vi khuẩn từ mẫu lâm sàng kèm theo định danh vi
khuẩn được phân lập.
 Bước ba: Phát hiện các kháng nguyên hoặc các gen đặc hiệu giống.
 Bước bốn: Xác định hiệu giá kháng thể trong huyết thanh của đối
tượng mắc bệnh cấp tính và đối tượng đang trong thời gian hồi phục

để giải thích được kết quả đòi hỏi phải có kinh nghiệm.
1.5.3. Phân lập vi khuẩn Cp. psittaci
Quá trình phân lập có thể được thực hiện bằng việc gây nhiễm các mẫu vào
lớp mỏng tế bào nuôi cấy, vào lòng đỏ trứng gà đã có phôi, hoặc chuột.
1.5.3.1. Phương pháp nuôi cấy tế bào
Nuôi cấy tế bào là phương pháp thuận tiện nhất để phân lập các chủng Cp.
psittaci gây bệnh trên gia cầm. Các dòng tế bào thường được sử dụng nhất để nuôi
cấy vi khuẩn Cp. psittaci là McCoy, Hela, Vero, L929, và BGM. Phương pháp và
môi trường nuôi cấy mô tiêu chuẩn đã cải tiến thường được sử dụng.
Việc ngăn chặn sự phân chia của tế bào nuôi cấy là điều cần thiết nhằm đảm
bảo dinh dưỡng cho sự sinh trưởng của vi khuẩn và cho phép quan sát lâu hơn các
tế bào bị nhiễm trong quá trình nuôi cấy. Các tế bào chủ có thể bị ức chế bằng chiếu
sóng bức xạ hoặc bằng các hóa chất gây độc tế bào (như cycloheximide) làm cho tế
bào không thể phân chia (Herring và cs., 1986). Ly tâm vi khuẩn vào tế bào lớp đơn
thường được sử dụng nhằm làm tăng tỷ lệ nhiễm.
Sau khi gây nhiễm vi khuẩn, các tế bào nuôi cấy lớp đơn sẽ được xử lý (với
methanol, acetone, hay hỗn hợp methanol và acetone và sau đó đem đi nhuộm để
xác định các thể vùi.
14

1.5.3.2. Phương pháp gây nhiễm vi khuẩn trên phôi gà
Trứng gà có phôi 6-7 ngày tuổi sẽ được gây nhiễm với 0,2 – 0,5 ml dung
dịch vi khuẩn/phôi thông qua túi noãn hoàng. Theo dõi sự phát triển của phôi ở
37
0
C đến 10 ngày sau gây nhiễm. Tắt nghẽn mạch máu là tổn thương lớn nhất được
tìm thấy ở phôi gà chết do bị nhiễm vi khuẩn Cp. psittaci. Túi noãn hoàng được thu
nhận từ phôi đã chết 3-10 ngày sau gây nhiễm. Nếu phôi không chết thì việc cấy
chuyển lại tiếp tục được thực hiện. Túi noãn hoàng thu nhận cũng có thể được sử
dụng để gây nhiễm vào trong tế bào lớp đơn kèm theo xác định các thể vùi của vi

Phương pháp PCR được sử dụng để chẩn đoán bệnh Chlamydophilosis do có
những ưu điểm sau:
1. Thu mẫu dễ dàng và không gây hại cho sinh vật chủ
2. Các yêu cầu về lưu giữ và vận chuyển mẫu cũng đơn giản do không nhất
thiết phải đảm bảo vi khuẩn còn sống.
3. Tránh lấy nhiều mẫu như các thử nghiệm phát hiện kháng nguyên trực tiếp
(chẳng hạn như ELISA)
4. Cho kết quả nhanh chóng
5. Độ nhạy cao
6. Độ đặc hiệu cao
Ngoài ra, việc tạo ra các phân đoạn DNA đích cũng cho phép thiết lập bản đồ
enzyme giới hạn về tính đa hình của sản phẩm khuếch đại, từ đó tạo điều kiện cho
việc định danh và phân loại chủng loài (Andersen, 1997; Everett và
Anderson,1999a; Sayada và cs., 1995, Vanrompay và cs., 1997).
16

1.5.6. Xét nghiệm huyết thanh học
Bệnh Chlamydophilosis có thể được chẩn đoán bằng phương pháp huyết
thanh. Phương pháp này thường đòi hỏi một lượng kháng thể cao trong huyết thanh
hay tỷ lệ dương tính với bệnh phải cao trong đàn. Xét nghiệm cố định bổ thể là xét
nghiệm tiêu chuẩn và thường được sử dụng ở hầu hết các phòng thí nghiệm. Các xét
nghiệm huyết thanh mới hơn cũng được sử dụng, trong đó có một số xét nghiệm chỉ
phát hiện IgM và được xem là những xét nghiệm chỉ thị bệnh tốt hơn. Hầu hết
những xét nghiệm này cần sự đánh giá nhiều hơn từ các phòng thí nghiệm khác
trước khi chúng được khuyến cáo sử dụng.
Cố định bổ thể (complement fixation - CF) là một phương pháp được sử
dụng rộng rãi để phát hiện các kháng thể kháng vi khuẩn chlamydia.
Phương pháp cố định bổ thể trực tiếp cả chưa cải tiến và có cải tiến đều là
những phương pháp được sử dụng phổ biến nhất để phát hiện kháng thể ở chim
(Grimes, 1985; Grimes và Page, 1978; Grimes và cs., 1970; Hall và cs., 1975). Cả

Kháng sinh có thể sử dụng kèm với thức ăn (chlortetracycline 500-5000 ppm
tùy thuộc vào loài chim và loại thức ăn, Doxycycline 1000mg/kg, hoặc
Enrofloxacin 250-1000 ppm) (Gerlach, 1999) hoặc cho vào nước (Doxycycline
200-800 ml/L tùy vào từng loài chim) nhưng cần lưu ý rằng không được sử dụng
bất kỳ nguồn nước nào khác để uống. Việc hòa tan doxycycline vào nước thường
cho kết quả tốt hơn, do chúng ổn định trong nước hơn trong thực phẩm và thường
dễ được chấp nhận hơn đối với chim, ngoại trừ vẹt do vẹt thường uống ít.
Gà tây nhiễm bệnh nên được xử lý với Chlortetracycline (CTC) ở nồng độ
400g/ tấn thức ăn dạng viên. Trong quá trình vo thức ăn thành viên phải chú ý đến
độ nóng được tạo thành vì nhiệt độ có thể làm phân hủy CTC và làm nồng độ CTC
giảm dưới mức cần thiết. Thức ăn có bổ sung CTC phải được sử dụng trong 2 tuần
18

và sau đó thay bằng loại thức ăn không bổ sung CTC trong 2 ngày trước khi chim
được đem đi mổ lấy thịt cho con người tiêu thụ. Thức ăn dạng viên chứa CTC
không được bổ sung thêm canxi vì các ion canxi có thể chelate hóa CTC và làm
giảm hiệu quả của CTC. Theo khuyến cáo tất cả gà tây mới nhiễm bệnh cần được
xử lý và giết lấy thịt: Mầm bệnh có thể phát tán trở lại nhanh chóng do các loài
chim hoang dã có thể tiếp tục mang mầm bệnh Chlamydiae, hay việc xử lý không
thể loại bỏ hết những con chim mang mầm bệnh. Đối với những khu vực có bệnh
Chlamydophilosis đã phát tán, số gà tây và vịt thương mại cần phải qua kiểm tra bởi
bác sĩ thú y và 1-2% trong số chúng cần phải được xét nghiệm huyết thanh. Ngoài
ra cũng nên tiến hành phân lập trên mô của chim lấy ngẫu nhiên từ những con đã
qua xét nghiệm huyết thanh.
Những phương pháp điều trị tương tự như trên cần được sử dụng để điều trị
các loài gia cầm khác cũng bị nhiễm vi khuẩn Cp. psittaci. Ở một số các loài chim
khác, bệnh salmonellosis thường xuất hiện và làm tình hình thêm phức tạp nên nhất
thiết cần xử lý phối hợp nhiều loại kháng sinh.
Bồ câu nuôi cần được điều trị bằng thức ăn có bổ sung CTC, nhưng việc điều
trị có thể không mấy hiệu quả với người mang bệnh. Việc thay đổi các khoảng thời