TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ
KHOA THỦY SẢN NGUYỄN DIỄM KIỀU

ẢNH HƯỞNG CỦA VIỆC BỔ SUNG CÁC HÀM LƯỢNG
GLUCOSE KHÁC NHAU ĐẾN SINH TRƯỞNG VÀ
TỶ LỆ SỐNG CỦA SÒ HUYẾT GIAI ĐOẠN GIỐNG
(ANADARA GRANOSA)
ẢNH HƯỞNG CỦA VIỆC BỔ SUNG CÁC HÀM LƯỢNG
GLUCOSE KHÁC NHAU ĐẾN SINH TRƯỞNG VÀ
TỶ LỆ SỐNG CỦA SÒ HUYẾT GIAI ĐOẠN GIỐNG
(ANADARA GRANOSA)
LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP
CHUYÊN NGÀNH SINH HỌC BIỂN CÁN BỘ HƯỚNG DẪN
PGS.TS. NGÔ THỊ THU THẢO

tỷ lệ sống của sò huyết giống (Anadara granosa).
Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức (NT) và mỗi NT được lặp lại 3 lần
(NT1: 0 μg glucose/L (đối chứng), NT2: 50 μg glucose/L, NT3: 75 μg
glucose/L và NT4: 100 μg glucose/L). Sò giống có chiều dài: 12,22

0,34 mm
và khối lượng: 0,49

0,01 gam, được bố trí 20 con/bể có thể tích nước 85 lít
và độ mặn được duy trì ở 20‰. Tất cả các NT được cho ăn bằng tảo Chlorella
sp. từ hệ thống nước xanh-cá rô phi cùng với bổ sung chế phẩm sinh học chứa
vi khuẩn Bacillus hàng tuần với liều lượng 0,5mg/L. Sau 75 ngày thí nghiệm,
kết quả cho thấy tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều dài, khối lượng và tỷ lệ
sống của sò có sự khác biệt nhưng không có ý nghĩa thống kê giữa các nghiệm
thức (P>0,05). Chiều dài và khối lượng của sò ở NT bổ sung glucose 50 μg/L
là cao nhất (12,74 mm và 0,53 gam) và tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều
dài và khối lượng cũng cao nhất ở NT này lần lượt là 0,053 và 0,088 %/ngày.
Tỷ lệ sống của sò đạt cao nhất (28%) ở NT bổ sung glucose 75 μg/L. Kết quả
phân tích vi sinh thu được, mật độ vi khuẩn Bacillus đạt cao nhất ở NT bổ
sung glucose 100 μg/L (13240 CFU/mL) đã góp phần hạn chế sự phát triển
của vi khuẩn Vibrio đến mức thấp nhất (270 CFU/mL) so với các nghiệm thức
còn lại.
iii

MỤC LỤC
Trang
PHẦN 1. ĐẶT VẤN ĐỀ
1.1 Giới thiệu 1
1.2 Mục tiêu nghiên cứu 2
1.3 Nội dung nghiên cứu 2

4.1 Các yếu tố môi trường 16
4.2 Tăng trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết 19
4.2.1 Tỷ lệ sống của sò huyết 19
4.2.3 Tăng trưởng của sò huyết 20
PHẦN 5. KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT
5.1 Kết luận 23
5.2 Đề xuất 23
TÀI LIỆU THAM KHẢO 24



o
C, ĐBSCL thích hợp cho việc nuôi sò huyết quanh năm (Dương
Thị Hoàng Oanh và ctv, 2013). Mặt khác, sự có mặt của 09 axit amin không
thay thế như methionine, threonine, lysine, isoleucine, leucine, valine,
arginine, histidine và phenylalanine là ưu điểm của đối tượng này. Trong thịt
của sò huyết có chứa hàm lượng khá cao các nguyên tố vi lượng cần thiết cho
quá trình trao đổi chất như Cu, Fe, Zn, Mn và Ca. Vì vậy, sò huyết là đối
tượng lý tưởng để sử dụng như một loại thực phẩm, dược phẩm cho con người
(Chế Thị Cẩm Hà và cs, 2012).
Trong ương dưỡng ấu trùng thủy sản glucose có tác dụng làm thay đổi
hàm lượng axit hữu cơ tổng cộng trong mô và tạo ra năng lượng góp phần vào
tăng trưởng của đối tượng nuôi. Bên cạnh đó, việc bổ sung glucose vào hệ
thống ương nuôi còn thúc đẩy sự phát triển của hệ vi sinh có lợi cho đối tượng
nuôi, từ đó hạn chế được sự phát triển của những vi sinh gây hại. Do đó, việc
ứng dụng glucose trong nghề nuôi thân mềm là có hiệu quả, đặc biệt với đối
tượng hai mảnh vỏ. Cho nên đề tài: “Ảnh hưởng của những hàm lượng
- 2 -

glucose khác nhau đến tăng trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết giống (Anadara
granosa)” được thực hiện.
1.2 Mục tiêu nghiên cứu
Đánh giá ảnh hưởng của việc bổ sung các hàm lượng glucose khác
nhau đến sinh trưởng và tỷ lệ sống của Sò Huyết.
1.3 Nội dung nghiên cứu
Thí nghiệm ương nuôi Sò Huyết giống bằng tảo từ hệ thống nước xanh-
cá rô phi có bổ sung thêm các hàm lượng glucose là 0, 50, 75, 100 μg/L.
1.4 Thời gian thực hiện đề tài
Đề tài được thực hiện từ tháng 10 năm 2012 đến tháng 01 năm 2013.
Ngành: Mollusca
Lớp: Bivalvia
Bộ: Arcoida
Họ: Arcacea
Giống: Anadara
Loài: Anadara granosa (Linnaeus, 1758)
Tên tiếng Anh: Blood cockle Hình 2.1. Sò huyết (Anadara granosa)
(www.seashellhub.com/Arcidae/AnadaragranosaPattani.JPG)
Màu sắc: Bên ngoài vỏ có màu trắng, phía dưới lớp sừng có màu vàng
nâu nhạt. Mặt trong vỏ có màu trắng sứ và thường nhuốm vàng ở khoang của
mấu lồi.
Sò huyết Anadara granosa có vỏ rắn chắc, gồ lên và có dạng hình
trứng. Mặt ngoài có gờ phóng xạ phát triển, số lượng từ 18- 20 gờ, trên các
đường gân có những hạt chấm nhỏ. Mép vỏ có nhiều mương sâu tương ứng
với số gờ phóng xạ của mặt ngoài vỏ. Mặt khớp thẳng có nhiều răng nhỏ, vết
cơ khép vỏ sau lớn hình tứ giác, vết cơ khép vỏ trước nhỏ hơn và có hình tam
giác (Nguyễn Chính, 1996).
Trong máu loài này có huyết sắc tố (màu đỏ), vì vậy gọi là sò huyết. - 4 -

2.1.2 Phân bố và môi trường sống
Sò huyết phân bố ở vùng Ấn Độ-Thái Bình Dương từ đông châu Phi
đến Úc bao gồm: Trung Quốc, Thái Lan, Ấn Độ, Malaysia, Úc, Nhật Bản, Ở
nước ta, Sò Huyết phân bố dọc ven biển nhưng tập trung ở Quảng Ninh, Hải
Phòng, Trà Vinh, Sóc Trăng, Cà Mau, Bến Tre, Kiên Giang, Cà Mau, (Hoàng

càng tiêu tốn nhiều năng lượng cho quá trình hô hấp hơn là năng lượng cho
sinh trưởng.
Một nghiên cứu khác của MacDonald và Thomson (1988) cho thấy
quần thể sống ở vùng nước sâu có kích cỡ nhỏ hơn vùng nước nông trong
cùng thời gian sinh trưởng.
Tốc độ sinh trưởng và tỷ lệ sống của sò huyết nuôi ở bãi triều (lớp bùn
35-45cm) cao hơn so với nuôi ở hình thức ao (lớp bùn 30-40cm) (Nguyễn
Khắc Lâm, 2003).
- 5 -

Thời gian phơi bãi kéo dài và mật độ thức ăn thấp là những yếu tố ảnh
hưởng xấu đên sinh trưởng của động vật thân mềm (Tomanek và Sanford,
2003 trích dẫn bởi Ngô Thị Thu Thảo, 2012).
2.1.4 Dinh dưỡng
Nhiều loại tảo được sử dụng trong sản xuất giống và ương ấu trùng
động vật hai mảnh vỏ như Chaetoceros gracilis, Tetraselmis suecica,
Thalassiosira pseudonana, Nannochloropsis sp. (Coutteau và Sorgeloos, 1992
dẫn bởi Lý Bích Thủy, 2013).
Theo Purchon (1977) cho rằng thức ăn giai đoạn ấu trùng của nhóm
Bivalvia là vi khuẩn, tảo khuê, mùn bã hữu cơ và nguyên sinh động vật có
kích thước nhỏ khoảng 10μm hoặc nhỏ hơn.
Ngô Thị Thu Thảo (2012) cho biết sò huyết bắt mồi thụ động bằng cách
tạo dòng nước qua mang. Thức ăn chủ yếu của sò là mùn bã hữu cơ chiếm
93% và tảo 7% (trong đó tảo khuê chiếm khoảng 92%) (Nguyễn Ngọc Lâm và
Đoàn Như Hải, 1998 trích dẫn bởi Trương Quốc Phú, 1999).
Nghiên cứu của Lê Trung Kỳ và ctv. (2005), xác định thức ăn thích hợp
cho giai đoạn sống nổi của sò huyết là Nanochloropsis sp. (mật độ cho ăn phù
hợp là 3.000 tb/ml). Còn đối với giai đoạn sống đáy hỗn hợp tảo đơn bào
Nanochloropsis oculata, Chaetoceros sp. và Isochrysis sp. (mật độ 10.000
tb/ml) là thức ăn thích hợp nhất của sò. Theo Nguyễn Trọng Lư (2004) sò 2

hơn con đực. Đối với sò >45mm thì tỉ lệ con cái chiếm ưu thế. Kích thước sinh
sản lần đầu là 15-20mm. Sò có khả năng sinh sản quanh năm nhưng tập trung
vào tháng 3-4 và tháng 8-9. Sức sinh sản tuyệt đối của mội cá thể là 800x10
3

trứng/gam, sức sinh sản tương đối 35,9x10
3
trứng/gam (cả vỏ) hoặc 164x10
3

(phần mềm). Trứng được thụ tinh trong môi trường nước (Dẫn bởi Lê Trung
Kỳ, 2005).
2.2 Tình hình nuôi và nghiên cứu sò huyết
Bộ Nông nghiệp và Phát triển nông thôn Ban hành Quyết định Phê
duyệt Quy hoạch phát triển nghề nuôi đối tượng hai mảnh vỏ hàng hóa tập
trung đến năm 2020. Trong đó, diện tích nuôi sò năm 2015 là 12.160 ha, sản
lượng 63.320 tấn, kim ngạch xuất khẩu 73,95 triệu USD và đến năm 2020,
diện tích nuôi sò 15.100 ha, sản lượng 102.688 tấn, kim ngạch xuất khẩu
154,02 triệu USD.
Năm 1983, Broom nghiên cứu về sự phát triển tuyến sinh dục và sự
sinh sản của sò huyết, đã kết luận rằng tuyến sinh dục của sò huyết không phát
triển cho đến khi sò đạt chiều dài 17,5 mm và sự sinh sản đầu tiên xảy ra khi
sò đạt chiều dài 24-25mm.
Nghiên cứu công nghệ sản xuất giống sò huyết đã thu được 2,7 triệu sò
giống cỡ 4,47 mm (tương ứng tỷ lệ sống 1,88 %) với tổng lượng ấu trùng hình
chữ D là 115,2 triệu. Tỷ lệ sống và tốc độ tăng trưởng trung bình của ấu trùng
chữ D – hậu ấu trùng đỉnh vỏ là 77,17 % và 3,12 %/ngày ở độ mặn 25‰ với
thức ăn là tảo Nanochloropsis sp Giai đoạn từ hậu ấu trùng đỉnh vỏ - sò
giống (90 ngày tuổi kể từ khi xuỗng đáy) khi ương ở độ mặn 20 ‰ và thức ăn
hỗn hợp gồm tảo Nanochloropsis sp., Chaetoceros sp., Isochrysis sp. và

mục đích kích thích sự gia tăng các loài vi khuẩn có lợi trong ao. Chế phẩm
sinh học lần đầu tiên được Fuller (1989) định nghĩa như sau: thành phần thức
ăn có cấu tạo từ những vi khuẩn sống và có tác động hữu ích lên vật chủ qua
việc làm cải thiện sự cân bằng vi khuẩn đường ruột của nó. Sự nuôi dưỡng các
vi sinh vật hoàn toàn tự nhiên và có tác động tích cực khi được đưa vào điều
kiện ao nuôi.
Trên thế giới đã có khá nhiều các nghiên cứu về việc sử dụng
Probiotics trong nuôi thủy sản. Như Maeda và Liao (1992) đã kết luận hiệu
quả của giống vi khuẩn tách từ bùn trong bể nuôi ấu trùng tôm sú P. monodon.
Tỉ lệ lột xác và sống sót của ấu trùng cao hơn trong các lô thí nghiệm so với
đối chứng. Tại khu vực Châu Á, đã có những báo cáo cho thấy người nuôi tôm
sú ở Philippines sử dụng vi khuẩn và men sản xuất như là các hợp chất hữu cơ
(Primavera và ctv, 1993). Các chủng vi khuẩn sống và các sản phẩm lên men
giàu các men ngoại bào đã được sử dụng trong nuôi trồng thủy sản (Boyd &
Massaut, 1999). Các lý do để sử dụng chế phẩm sinh học bao gồm sự ngăn
ngừa mùi vị lạ, giảm thành phần tảo lục, tảo lam, giảm nitrate, nitrite,
ammonia, và phosphate; tăng oxygen hoà tan và nâng cao khả năng phân huỷ
chất hữu cơ (Boyd, 1995).
Moriarty (1998) và Rengpipat và ctv. (1998) chỉ ra rằng chế phẩm sinh
học có thể có hiệu quả ngăn chặn các loài vi khuẩn phát sáng Vibrio. Cơ chế
can thiệp có thể là sự kết hợp của sự canh tranh giữa các vi khuẩn và các hợp
chất kháng sinh khác nhau do Bacillus spp tạo ra. Nghiên cứu của Graslund et
al., (2003) cho thấy 86% người nuôi tôm ở Thái Lan sử dụng vi sinh vật hữu
ích để cải thiện chất lượng nước và bùn đáy ao nuôi. Trong các trại nuôi tôm
thịt, Ziaei-Nejad et al. (2006) cũng kết luận rằng hệ số chuyển hóa thức ăn, tốc
độ tăng trưởng tuyệt đối và năng suất nuôi trong ao có sử dụng hỗn hợp chế
phẩm vi sinh gồm 5 loại Bacillus (B. subtillis, B. licheniformis, B. polymyxa,
B. laterosporus và B. circulans) cao hơn đối chứng.
Theo một số công trình nghiên cứu gần đây, trong nuôi trồng thủy sản
thì cơ chế hoạt động của Probiotics có thể chia theo các khía cạnh: (1) sản sinh

dioxide và nước đồng thời giải phóng năng lượng vì vậy nó được sử dụng như
một nguồn năng lượng trong hầu hết các sinh vật, từ vi khuẩn đến con người
nhằm duy trì sự sống và góp phần đáng kể vào tăng trưởng.
Động vật hai mảnh vỏ là loài ăn lọc, cho nên chúng dễ dàng hấp thụ
glucose hòa tan. Uchida và ctv. (2010) đã nghiên cứu ảnh hưởng của việc bổ
sung đường vào hệ thống ương nghêu Philippine (Ruditapes philippinarum).
Với việc bổ sung 3 loại đường khác nhau là Glucose, Maltopentaose và
Pullalan vào hệ thống ương với hàm lượng 10 mg/L và 100 mg/L. Kết quả cho
thấy chỉ có glucose mới được hấp thụ và góp phần vào tăng trưởng của
Nghêu. Bước thứ 2 của thí nghiệm là Nghêu trưởng thành được ngâm trong
hai môi trường nước khác nhau, một môi trường có bổ sung glucose với hàm
lượng 100mg/L và môi trường còn lại không bổ sung glucose. Sau 24 giờ
ngâm cho thấy, nghêu được ngâm trong môi trường có bổ sung glucose có
hàm lượng axit hữu cơ tổng cộng tăng gấp 1,5 lần so với đối chứng (Dẫn bởi
Nguyễn Thị Ly Pha, 2010).
Racher et al., (1989) nhận định rằng glucose khi được hấp thụ vào cơ
thể của động vật thân mềm sẽ chuyển hóa thành pyruvate thông qua con
đường glycolysis, sau đó chuyển thành axit hữu cơ như citrate, succinate,
malate thông qua chu trình acid citric (dẫn bởi Nguyễn Kiều Diễm, 2011).
- 9 -

Năm 2011, Nguyễn Thị Ly Pha đã thử nghiệm nuôi nghêu Meretrix
lyrata giai đoạn giống với các hàm lượng glucose khác nhau: 0, 35, 70 mg/L.
Tỷ lệ sống và sinh trưởng của nghêu đạt cao nhất ở nghiệm thức bổ sung chế
phẩm sinh học và kết hợp với glucose 70 mg/L. Các nghiệm thức có bổ sung
glucose và chế phẩm sinh học cho kết quả tốt hơn. Việc sử dụng chế phẩm
sinh học và glucose đã góp phần tích cực trong cải thiện môi trường bể ương
cũng như hiệu quả trong ương nghêu giống.
Bên cạnh đó, Nguyễn Kiều Diễm (2011) cũng đã thử nghiệm nghiên
cứu trên hàu (Crassostrea iredalei) giai đoạn ấu trùng và giai đoạn giống. Kết

- 10 -

ứng dụng như là chất bổ sung sinh học nhờ vào khả năng kích thích hệ thống
kháng thể, tăng cường hoạt động của các đại thực bào và kích thích tăng tiết
nhiều chất hoạt hóa tế bào giúp tiêu diệt các mầm bệnh xâm nhập từ bên
ngoài, giảm hệ số chuyển đổi thức ăn, kích thích tiêu hóa, phòng các bệnh
đường ruột, nhiễm trùng do vi khuẩn, vi rút ở người và ngay cả ở động vật.
Một nghiên cứu đã đánh giá hiệu quả của việc sử dụng các chất chống
lại virus đốm trắng được thêm vào khẩu phần ăn của tôm he chân trắng
Litopenaeus vannamei. Kết quả cho thấy thời gian chết trung bình của nhóm
đối chứng có sự khác biệt ý nghĩa về mặt thống kê (P<0,05) khi so sánh thời
gian chết trung bình của nhóm tôm cho ăn β-glucan. β-glucan giúp cho tôm
kéo dài tuổi thọ lâu hơn 50% so với nhóm đối chứng. Nghiên cứu này chỉ ra
tiềm năng sử dụng β-glucan để kiểm soát bệnh đốm trắng.
Huỳnh Trường Giang và ctv. (2011) kết luận rằng, β-glucan (hợp chất
có chứa glucose được chiết xuất từ rong biển) có tác dụng tăng cường sức đề
kháng của tôm đối với vi khuẩn gây bệnh thuộc nhóm Vibrio và ngay cả với
virus đốm trắng trên một số loài tôm biển. Điều này đã góp phần đáng kể vào
khả năng chống lại bệnh, tăng trưởng và nâng cao tỷ lệ sống của tôm mà
phương pháp hiệu quả nhất là cho đối tượng thủy sản ngâm trong môi trường
có β-glucan hòa tan.

- 11 -

PHẦN 3
VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
3.1 Thời gian và địa điểm
3.1.1 Thời gian
Từ tháng 10 năm 2012 đến tháng 01 năm 2013.
3.1.2 Địa điểm

4
,
Na
2
S
2
O
3
…
 Hóa chất lắng tảo: NaOH, H
2
SO
4
.
 Glucose nguyên chất, men vi sinh INTER- PRO 1.
Thành phần của men vi sinh INTER – PRO 1 gồm có: Bacillus subtilis:
2,0 x 10
6
CFU; Bacillus licheniformis: 1,0 x 10
6
CFU; Bacillus megaterium :
1,0 x 10
6
CFU; Bacillus polymyxa: 1,0 x 10
6
CFU; Nitrosomonas: 1,0 x 10
6

CFU; Nitrobacter:1,0 x 10
6

độ tảo.
Mật độ tảo được tính bằng công thức:
N (tb/ml) =
64
n
x 10
4

Trong đó: n là tổng số tế bào đếm được trong 64 ô nhỏ của buồng
đếm Improved Neubauer
3.4 Phương pháp nghiên cứu
3.4.1 Bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm được tiến hành với 4 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức lặp lại
3 lần.
 Nghiệm thức 1: 0 μg glucose/L (đối chứng)
 Nghiệm thức 2: 50 μg glucose/L
 Nghiệm thức 3: 75 μg glucose/L
 Nghiệm thức 4: 100 μg glucose/L
Bể composite nuôi Sò Huyết có thể tích 200L/bể, sò giống có chiều dài
12,22

0,34 mm và khối lượng 0,49

0,01 gam, mật độ nuôi 20 con/rổ/bể, độ
mặn 20‰ với mức nước được duy trì trong bể là 85 lít. Hệ thống sục khí liên
tục, nước trong bể nuôi được tạo dòng chảy liên tục.
Glucose được cho vào hệ thống bể ương nuôi sò mỗi ngày 1 lần ở một
thời gian trong ngày nhất định. Tất cả các nghiệm thức đều sử dụng men vi
sinh INTER–PRO 1 và thức ăn là tảo Chlorella sp. với liều lượng như nhau.
Tảo Chlorella sp. được lắng ở mật độ 5×10

(mg/L)
2 lần/ngày (7h và 13h)
3 ngày/lần
7 ngày/lần
7 ngày/lần
7 ngày/lần
Nhiệt kế thủy ngân
Khúc xạ kế
Test SERA (Đức)
Test SERA (Đức)
Test SERA (Đức)
 Xác định mật độ vi khuẩn tổng cộng, nhóm Vibrio và vi khuẩn Bacillus
sp. trong bể nuôi.
 Men vi sinh INTER–PRO 1 được cho vào hệ thống bể nuôi 1 tuần/ lần
với liều lượng 0,5 mg/L. Sau khi bổ sung men vi sinh, tiến hành thu mẫu nước
vào ngày 1, ngày 3, ngày 5, ngày 7 và thu mẫu trong 2 tuần liên tiếp tương
ứng với 1 chu kỳ thay nước (2 tuần/ lần).
 Thu mẫu nước ở đáy bể, cách mặt nước khoảng 30-40 cm. Mẫu nước
được thu bằng cốc thủy tinh, mỗi nghiệm thức thu 3 lần/3 bể, mỗi bể lấy
khoảng 50 ml nước cho vào Erlen. Sau đó lắc đều và đong 50 ml nước từ
Erlen vào chai nhựa rồi đem đi trữ lạnh và tiến hành phân tích vi sinh trong
vòng 2 giờ.
 Phương pháp xác định mật độ vi khuẩn
Chuẩn bị môi trường NA, môi trường TCBS, môi trường chuyên biệt
cho Bacillus sp. và các ống nghiệm chứa 9 ml nước muối sinh lý đã tiệt trùng
ở 121
o
C trong 20 phút để pha loãng mẫu.
Tại phòng thí nghiệm, mẫu nước được để ở nhiệt độ phòng. Chuyển
1ml mẫu nước từ chai nhựa sang ống nghiệm chứa 9 ml nước muối sinh lý đã

10
-1
10
-2
10
-3
10
-4

Hình 3.1. Các bước pha loãng mẫu nước
3.4.3 Tỷ lệ sống và tăng trưởng của Sò Huyết
Định kỳ 15 ngày tiến hành thu mẫu đo chiều dài và khối lượng của sò
trong bể nuôi để tính tốc độ tăng trưởng:

 Tốc độ tăng trưởng chiều dài tương đối:
SGR
L
(%/ngày) =
2 1
( ) ( )
100
Ln L Ln L
t



Trong đó: L
1
là chiều dài đầu (mm)
L


Trong đó: N
1
là số cá thể bố trí ban đầu
N
2
là số cá thể cuối. Mẫu
nước
9ml 9ml 9ml 9ml
- 15 -

3.5 Phương pháp xử lý số liệu
Sử dụng phần mềm Excel để tính giá trị trung bình, độ lệch chuẩn và vẽ
đồ thị và phần mềm SPSS 16.0 dùng để so sánh thống kê các giá trị trung bình
giữa các nghiệm thức bằng phương pháp one-way-ANOVA và phép thử
Duncan ở độ tin cậy P<0,05.
- 16 -

PHẦN 4
KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

4.1 Các yếu tố môi trường
Trong 75 ngày thí nghiệm, nhiệt độ có xu hướng giảm dần do chuyển
mùa. Nhiệt độ buổi sáng và chiều biến động không quá 3
o
C. Nhiệt độ buổi
sáng dao động từ 26,5 - 29,5

32
1 7 15 22 30 37 45 53 60 67 75
Ngày
Nhiệt độ (oC)
Sáng
Chiều

Hình 4.1. Biến động nhiệt độ (
o
C) trong quá trình thí nghiệm
Bảng 4.1. Các yếu tố môi trường theo dõi
Các chỉ tiêu Đối chứng 50 μg glucose/L

75 μg glucose/L

100 μg glucose/L

pH 8,19

0,49
a
8,14

0,42
a
8,04

0,36
a
8,24

a
0,72

0,26
a
0,68

0,21
a
0,70

0,22
a
Những giá trị trong cùng một hàng có ký tự giống nhau thì khác biệt không ý nghĩa thống kê
(P>0,05).
Nhìn chung, các yếu tố môi trường pH, NO
2
-
, NH
4
+
/NH
3
không có sự
biến động lớn giữa các nghiệm thức. Giá trị pH trung bình là 8,14 nằm trong
khoảng giá trị pH cho phép của thủy sinh vật 6,5-9 (Boyd, 1998). Glucose
được cho vào bể nuôi có thể góp phần làm hạn chế tăng pH trong quá trình thí
nghiệm. Nguyễn Đình Trung (1998) cho biết động vật thân mềm có vỏ không
phân bố ở vùng nước có pH<7. Giá trị NH
4

4
+
/NH
3
ở nghiệm thức đối chứng cao hơn các nghiệm thức có bổ sung
glucose (Bảng 2).
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
7 15 22 30 37 45 53 60 67 75
Ngày
NO2 (mg/L)
NT1 NT2
NT3 NT4

Hình 4.2. Biến động hàm lượng NO
2
-
(mg/L) trong quá trình thí nghiệm
Biến động mật độ vi khuẩn trong nước
Mật độ vi khuẩn tổng trong nước (CFU/mL)
Chế phẩm sinh học được bổ sung định kỳ 1 tuần/lần nên mật độ vi
khuẩn tương đối ổn định. Ở các nghiệm thức mật độ vi khuẩn tổng dao động
trong khoảng 2,52×10
4