LỜI MỞ ĐẦU
Trong những năm gần đây, người tiêu dùng đang có xu hướng chuyển từ nước
ngọt có ga sang sử dụng các loại nước trái cây tự nhiên nên nhu cầu về nguồn nguyên
liệu trái cây ngày càng tăng. Trong số đó, nước ép chanh dây được rất nhiều người
ưa chuộng bởi vị chua ngọt dễ chịu và hương thơm lạ. Hiện nay, chanh dây không
chỉ được biết đến với vai trò là nước giải khát mà còn có nhiều giá trị cho các ngành
công nghiệp thực phẩm, dược phẩm, hóa mĩ phẩm và hoa của nó cũng rất đẹp với
mục đích trồng làm cảnh. Đây được xem là loại cây trồng cho thu nhập cao, ổn định
lại còn có thể trồng xen nhiều cây trồng có giá trị khác nên diện tích và nhu cầu về
cây giống tăng nhanh.
Cây chanh dây có thể trồng bằng hạt, giâm hom hoặc nuôi cấy mô. Trồng bằng
hạt là phương pháp phổ biến, dễ dàng, có thể được thực hiện được bởi cả những người
nông dân thiếu kinh nghiệm nhưng tốn nhiều thời gian, cây giống không đồng nhất,
không giữ được đặc tính của cây mẹ và lâu ra quả, còn giâm hom có ưu điểm là thời
gian nhân giống được rút ngắn, ra quả sớm nhưng khó tạo được nguồn giống sạch
bệnh, khó thu được nguồn giống tốt vì số hom thu được từ một cây có hạn. Do đó,
phương pháp nuôi cấy mô bằng những kĩ thuật nhất định có thể khắc phục được các
nhược điểm trên và tạo ra được số lượng lớn cây giống sạch bệnh, đồng đều, giữ được
các đặc tính tốt của cây mẹ, giảm giá thành so với giống nhập khẩu phù hợp hơn với
túi tiền của người nông dân. Đó cũng là lý do chúng tôi tiến hành đề tài “ Bước đầu
nghiên cứu nhân giống in vitro cây chanh dây tím (Passiflora edulis Sims.)” với
mục tiêu nhằm nghiên cứu nhân giống in vitro cây chanh dây với hệ số nhân chồi cao,
tạo tiền đề cho các nghiên cứu sau này đặc biệt là tạo giống sạch bệnh.
Nội dung nghiên cứu:
Khảo sát nồng độ Javel và kích thước mẫu lên hiệu quả khử trùng các mẫu
chồi chanh dây.
Khảo sát ảnh hưởng của chất điều hòa sinh trưởng lên khả năng tạo mô sẹo từ
lá và đoạn thân non của cây chanh dây.
Khảo sát ảnh hưởng của loại môi trường và nồng độ chất điều hòa sinh trưởng
thực vật lên khả năng phát sinh chồi của mẫu chồi chanh dây.



Hình 1.1 Chanh dây

1.1.2. Đặc điểm sinh học
a. Đặc điểm hình thái
Passiflora edulis Sims. hay còn gọi là chanh dây tím là một loại cây dây leo
thân gỗ lâu năm, nó có thể dài 15 – 20 m. Lá có dạng ba thùy, màu xanh, dài khoảng
10 – 18 cm có các răng cưa bao viền ngoài, phía trên mặt lá bóng láng, ở dưới thì có
màu xanh xám và mờ hơn, cuống có màu đỏ hơi vàng. Hoa đơn, có mùi thơm, đường
kính khoảng 4,5 cm có màu trắng ngà và ở giữa thì có màu xanh tím. Hạt có dạng bẹt
(một đầu nhọn và một đầu tròn), màu đen, kích thước khá nhỏ. Bề mặt hạt hơi rỗ
nhưng có độ bóng nhất định. Quả chín có màu đỏ tía, trái dạng hình tròn hay hình bầu
dục như quả trứng, dài 5 – 8 cm, nặng 50 – 80 g (Phạm Quang Vũ 2008).
b. Đặc điểm sinh thái
Hầu hết giống chanh dây tím trồng ở nước ta đều nhập từ Đài Loan. Loại cây
này rất thích ánh nắng mặt trời, thích ứng với các vùng có khí hậu mát mẻ, nhiệt độ
trung bình 18 – 200C, độ cao trung bình 800 – 1000 m, có khả năng ra hoa và đậu quả
quanh năm, cho năng suất rất cao và ổn định. Cây cho thu hoạch từ 3 – 5 năm tùy
khoảng cách trồng và điều kiện chăm sóc.
Cây mọc được trên nhiều loại đất trừ đất sét hoặc đất cát, độ mùn trên 1% và
pH 5,5 – 6 là thích hợp nhất (Phạm Quang Vũ 2008).
1.1.3. Bệnh trên cây chanh dây
Có ba nguồn gây bệnh chính trên cây chanh dây là do virus, vi khuẩn và nấm.
Tuy nhiên gây thiệt hại lớn nhất là hai loại bệnh do virus sau: bệnh cứng trái (do virus
PWV) và bệnh quăn lá (do virus PLCV). Khi bị nhiễm hai bệnh này cây chanh dây

2


bị giảm năng suất nghiêm trọng, khả năng tạo chồi và vươn đọt kém, ra hoa ít, trái

Vũ 2008).
Ưu điểm: Giữ được đặc tính di truyền của cây mẹ; ra hoa kết quả sớm; thời
gian nhân giống nhanh.
Nhược điểm: Nhân giống bằng giâm cành liên tục qua nhiều thế hệ dễ dẫn đến
hiện tượng thoái hóa; cây chanh dây không chống chịu tốt với sâu bệnh, nhất là tuyến

3


trùng và bệnh về rễ do nấm (Phytophthora, Fursarium); có thể lây lan mầm bệnh
qua các thế hệ (Đoàn Thị Phương Thảo 2010).
c. Cây chanh dây ghép
Cây chanh dây vàng:
Ưu điểm: Sinh trưởng nhanh, dễ gây giống, ít mọc mầm phụ ở gốc cây con,
khả năng chịu hạn và chống chịu sâu bệnh tốt.
Nhược điểm: Là loài có hoa lưỡng tính nhưng thụ phấn chéo, phải nhờ ong thụ
phấn hoặc thụ phấn nhân tạo bổ sung, ra hoa theo mùa nên năng suất không ổn định.
Trái to nhưng vỏ dày, ít cơm và chua gắt, đồng thời hàm lượng dinh dưỡng thấp,
không thơm bằng cây tím.
Cây chanh dây tím:
Ưu điểm: Là loài có hoa lưỡng tính, tự thụ phấn được, ra hoa quả nhiều, quanh
năm nên năng suất cao và ổn định. Giống chanh tím hiện nay có trái to, vỏ mỏng,
nhiều nước, có mùi thơm nồng (mùi thơm đặc biệt như kết hợp của nhiều loại trái cây
mà ta không thể tổng hợp nhân tạo), vị chua nhẹ, có hàm lượng dinh dưỡng cao. Khi
trồng nhanh ra trái hơn cây chanh vàng.
Nhược điểm: Khó gây giống hơn cây vàng, khả năng chịu hạn và chống chịu
sâu bệnh kém đặc biệt là các bệnh về rễ.
Cây chanh dây ghép:
Từ những đặc điểm trên của từng cây, hiện nay hầu hết các giống chanh trên
thị trường đều là chanh dây ghép. Gốc ghép là cây chanh dây vàng (gieo từ hạt) còn

Đỉnh chồi bất định mới có thể phát tiển trực tiếp trên mẫu vật hoặc gián tiếp
từ mô sẹo, mà mô sẹo này hình thành trên bề mặt vết cắt của mẫu vật (đoạn thân,
mảnh lá, cuống lá, nhánh củ,…)
Sự phát sinh chồi bất định trực tiếp bắt đầu bằng các tế bào nhu mô nằm ở
trong biểu bì hoặc ngay phía dưới bề mặt của thân; một số tế bào này trở thành mô
phân sinh và các túi nhỏ gọi là thể phân sinh phát triển. Các thể phân sinh này có
nguồn gốc từ các tế bào đơn, tuy nhiên chiều hướng phản ứng của thực vật cũng tùy
thuộc vào nồng độ phytohormon (Lê Văn Hoàng 2008).
b. Nuôi cấy thông qua giai đoạn tạo mô sẹo
Mô sẹo phát triển không theo quy luật nhưng có khả năng biệt hóa thành rễ,
chồi và phôi để có thể hình thành cây hoàn chỉnh. Hai điều kiện căn bản cho sự tạo
mô sẹo là cây non và phần non cây trưởng thành dễ cho mô sẹo trong điều kiện nuôi
cấy in vitro, dưới tác dụng của auxin (2,4 – D; NAA,...) được áp dụng riêng rẽ hay
phối hợp với cytokinin (Nguyễn Thị Quý Cơ và cộng sự 2014).
Tế bào mô sẹo khi cấy chuyền nhiều lần sẽ không ổn định về mặt di truyền
nên người ta thường sử dụng mô sẹo sơ cấp để tái sinh cây (Trịnh Thị Lan Anh 2015).
c. Các yếu tố ảnh hưởng đến quá trình vô mẫu
Tình trạng của cây mẹ: Nên chọn các cây được chăm sóc tốt, đang trong giai
đoạn sinh trưởng mạnh, không có triệu chứng sâu bệnh.
Thời gian lấy mẫu: Các yếu tố bên ngoài như nhiệt độ, độ dài ngày, tình trạng
nước trong cây,… ảnh hưởng rất nhiều đến hàm lượng carbohydrate, protein dự trữ
và các chất điều hòa sinh trưởng trong mô cây. Tùy thuộc cây mẹ được trồng tự nhiên

5


ngoài đồng hay được chăm sóc trong nhà kính mà có thể lấy mẫu nuôi cấy theo mùa
hoặc lấy mẫu quanh năm.
Phẩm chất mẫu cấy: Cần lưu ý một số đặc tính sau:
- Các vị trí thực vật ở trên mặt đất sẽ sạch hơn các các vị trí dưới đất.

(3,95 chồi/mẫu). Năm 2014, Junghans và cộng sự đã tiến hành tách các chồi ngọn cây
Passiflora edulis Sims. 1 năm tuổi với kích thước khác nhau (1; 0,5 và 0,25 cm) nuôi
cấy trên môi trường MS + 1 mg/l BA. Sau 60 ngày nuôi cấy, các mẫu không tạo thêm

6


chồi mà chỉ cao thêm một chút so với mẫu ban đầu (lần lượt là 1,5; 0,86 và 0,52 cm).
Năm 2011, Garcia và cộng sự đã nghiên cứu tạo cụm chồi cây Passiflora suberosa
L. từ đoạn cắt lá trên môi trường MSM + 5 mg/l BA, sau 60 ngày số lượng chồi thu
được cao (9,33 ± 1,4 chồi/mẫu) trong khi trên môi trường MS + 5 mg/l BA lượng
chồi thu được ít hơn (5,6 ± 2,5 chồi/mẫu). Cây chanh dây là một dạng dây leo thân
gỗ, các nghiên cứu trên cho thấy môi trường MS (thường dùng cho cây thân thảo)
chưa thực sự thích hợp cho nuôi cấy đối tượng này. Do đó cần nghiên cứu trên các
loại môi trường khác nhằm tìm ra môi trường phù hợp với cây chanh dây.
Ngoài ra, Monteiro và cộng sự (2000) đã phát hiện sự thiếu hụt dinh dưỡng ở
cây chanh dây vàng Passiflora edulis Sims. f. flavicarpa Deg. khi nuôi cấy trên môi
trường MS + 1 mg/l gibberellic acid, chủ yếu là Fe và Ca (ngoài ra còn thiếu Cu,
Mg, S), mẫu có triệu chứng ngộ độc có thể do Cl (ngoài ra còn do B). Khi chuyển
vào môi trường MSM, các triệu chứng thiếu hụt và ngộ độc cũng giảm đáng kể. Trong
phạm vi các tài liệu tham khảo được, môi trường sử dụng nhiều nhất là MS nhưng
hiệu quả đều không cao; một số ít nghiên cứu sử dụng môi trường MSM cho hiệu quả
tốt hơn nhiều; tuy nhiên chưa có nghiên cứu nuôi cấy mô chanh dây trên môi trường
WPM. Sau khi phân tích thành phần môi trường WPM, chúng tôi nhận thấy môi
trường này cũng có lượng Ca, Cu cao hơn và lượng Cl thấp hơn môi trường MS nên
có thể sẽ phù hợp cho nuôi cấy mô cây chanh dây hơn.

7




2.2. Phương pháp nghiên cứu
2.2.1. Phương pháp thu mẫu
Mẫu sử dụng là các đọt chanh dây lấy từ những cây khỏe mạnh, sinh trưởng
tốt, không bị tổn thương và không có dấu hiệu của sâu bệnh.
2.2.2. Môi trường nuôi cấy
Môi trường sử dụng là MS và WPM có bổ sung:
- Đường: 20 g/l
- Agar: 6,5 g/l
- Chất điều hòa sinh trưởng: 2,4 – D, BA, NAA
- pH của môi trườnỉ lệ mẫu bật chồi =

Số mẫu bật chồi
x 100%
Tổng số mẫu

Thí nghiệm 3: Khảo sát ảnh hưởng của 2,4 – D lên khả năng tạo mô sẹo từ lá và
đoạn thân non của cây chanh dây
Mục đích: Tìm ra môi trường có nồng độ 2,4 – D phù hợp cho sự tạo mô sẹo
từ mẫu chanh dây.

10


Tiến hành: Các mẫu lá và đoạn thân non được khử trùng như thí nghiệm 1,
cấy vào môi trường (đặt úp), để trong tối, theo dõi và thu số liệu. Môi trường sử dụng
là WPM có bổ sung 2,4 – D với nồng độ thay đổi: 0; 2; 4; 6 và 8 mg/l được kí hiệu
như bảng 2.2.
Bảng 2.2 Bố trí nghiệm thức cho thí nghiệm tạo mô sẹo
Nghiệm

DL4
8
DT4
8
Mỗi nghiệm thức khảo sát với 30 mẫu, lặp lại 3 lần và lấy số liệu trung bình.
Thời gian theo dõi: 2 tuần
Chỉ tiêu theo dõi: Tỉ lệ tạo mô sẹo, tỉ lệ mô sẹo xốp, tỉ lệ mô sẹo trong và kích
thước mô sẹo.
Tỉ lệ tạo mô sẹo = Tỉ lệ mô sẹo xốp + Tỉ lệ mô sẹo trong
Tỉ lệ mô sẹo xốp =
Tỉ lệ mô sẹo trong =

Tổng số mô sẹo xốp
x 100%
Tổng số mô sẹo
Tổng số mô sẹo trong
x 100%
Tổng số mô sẹo

Kích thước mô sẹo: Đo theo đường kính, vì đa số khối mô sẹo có hình cầu.
2.2.5. Phương pháp xử lý số liệu
Các số liệu thu được xử lý theo phương pháp thống kê, sử dụng phần mềm
Microsoft Excel 2016 và SPSS Statistics 20.

11


3.1. Khảo sát nồng độ chất khử trùng và kích thước mẫu lên hiệu quả khử trùng
Tác dụng diệt khuẩn của dung dịch Javel là do hypochlorous acid (HOCl) và
ion OCl-. Đây là chất khử trùng phổ biến, giá rẻ, an toàn và dễ sử dụng (Nguyễn Bảo

25,56
73,33
1,11ab
(2 x 4)
2
J3
10a
84,44a
5,56d
1
J4
71,11f
28,89e
0,00a
Lớn
1,5
J5
56,67de
43,33cd
0,00a
(8 x 12)
2
J6
46,67cd
50cd
3,33bcd
Chồi nách
1
N1
45,56c

48,89
46,67
4,44cd
Ghi chú: Các chữ cái khác nhau trên cùng một cột chỉ ra sự sai khác có ý nghĩa
thống kê với P = 0,05 bằng phép thử Duncan

Kết quả từ bảng 3.1 cho thấy kích thước mẫu càng nhỏ và nồng độ Javel càng
tăng thì hiệu quả khử trùng càng cao nhưng sức sống của mẫu lại giảm. Điều này phù
hợp với quy luật tác dụng của các chất khử trùng. Do các chồi nách đều lộ ra ngoài
môi trường, không được các lớp lá bảo vệ như chồi ngọn nên có tỉ lệ nhiễm cao hơn.
Vì nguồn mẫu được thu trong giai đoạn mùa khô (tháng 11/2016 – 1/2017)
nên hiệu quả khử trùng tương đối cao. Nghiệm thức cho hiệu quả khử trùng cao nhất
(J3, N3) là khi sử dụng Javel ở nồng độ 2%, kích thước mẫu nhỏ. Sau khi khử trùng
mẫu vẫn còn xanh, khi cấy vào môi trường đa phần mẫu đều sống. Nhưng ở nồng độ
này đã xuất hiện mẫu chết, vì thế không nên tăng nồng độ chất khử trùng lên thêm
nữa, sẽ ảnh hưởng đến sức sống và khả năng phát triển của mẫu.
Các mẫu kích thước nhỏ có tỉ lệ nhiễm thấp đồng thời khả năng sống không
kém các mẫu có kích thước lớn. Do đó chúng tôi chọn các mẫu ở nghiệm thức J3 và

12


N3 (sử dụng dung dịch Javel nồng độ 2% trong 10 phút, cắt mẫu với kích thước nhỏ)
làm nguyên liệu cho các thí nghiệm tiếp theo.
3.2. Khảo sát ảnh hưởng của loại môi trường và nồng độ BA lên khả năng phát
sinh chồi của mẫu chồi chanh dây
Sau 2 tháng nuôi cấy tất cả các mẫu chồi nách đều không bật chồi, các mẫu
chồi ngọn có bật chồi nhưng rất ít (khoảng nồng độ BA là 4 mg/l và 6 mg/l), không
đồng đều nên chưa đủ dữ liệu để thống kê tỉ lệ bật chồi và số lượng chồi/mẫu như chỉ
tiêu đã đặt ra.

MS + 0,2 mg/l
4
10
NAA
6
3,33
8
0
(*) Mỗi nghiệm thức khảo sát với 10 mẫu, lặp lại 3 lần

Nghiệm thức
BW0
BW1
BW2
BW3
BW4
BM0
BM1
BM2
BM3
BM4

Môi trường

Bảng 3.2 cho thấy môi trường WPM có khả năng bật chồi tốt hơn môi trường
MS, mẫu chồi ngọn sau 2 tháng (hình 3.1b) đã to hơn so với ban đầu (hình 3.1a) và
đã tạo được cụm chồi. Tuy nhiên trong thí nghiệm này, số lượng mẫu tạo được cụm
chồi rất ít, không đồng đều có thể là do một số nguyên nhân sau:
- Mẫu được sử dụng trong nuôi cấy đã quá già (1,5 năm tuổi), mà đối với cây
chanh dây, độ tuổi của mẫu rất quan trọng. Nhiều nghiên cứu nuôi cấy mô cây chanh

3.3. Khảo sát ảnh hưởng của 2,4 – D lên khả năng tạo mô sẹo từ lá và đoạn thân
non của cây chanh dây
Sau 1 tuần nuôi cấy, các mẫu lá bắt đầu có hiện tượng cong lên, phình to ở hai
đầu gân lá; các mẫu thân thì bắt đầu phình to lên. Sau 2 tuần nuôi cấy, mô sẹo hình
thành và tăng nhanh kích thước ở các vị trí đã phình to trước đó.
Sự tạo mô sẹo phụ thuộc vào nguồn gốc mô cấy và auxin. Thông thường 2,4 D và NAA thường được sử dụng làm nguồn auxin ngoại sinh cho sự hình thành mô
sẹo ở các loài thực vật. Ngoài ra, việc cảm ứng tạo mô sẹo thường đòi hỏi sự kết hợp
giữa auxin và cytokinin (Nguyễn Thị Quý Cơ, 2014). Nhưng trong thí nghiệm này,

14


đối với cây chanh dây chỉ cần một loại auxin là 2,4 – D cũng có khả năng tạo mô sẹo
trong thời gian khá ngắn (2 tuần). Thời gian này là nhanh hơn nhiều so với nghiên
cứu của Jardim Rosa và cộng sự (2016) khi nuôi cấy tạo mô sẹo từ rễ của cây
Passiflora suberosa L. trên môi trường MS + 30 g/l succrose + 1 mg/l NAA + 2 mg/l
BA, sau 5 tuần mô sẹo mới được hình thành. Nồng độ 2,4 – D cũng thấp hơn, thời
gian ngắn hơn so với nghiên cứu của Ożarowski (2011) khi nuôi cấy tạo mô sẹo từ
các lát lá mỏng cây Passiflora edulis Sims. trên môi trường MS + 16 mg/l 2,4 – D +
1 mg/l BA, ủ trong tối, mô sẹo được hình thành sau 30 ngày. Điều này càng chứng tỏ
môi trường WPM là phù hợp với cây chanh dây hơn môi trường MS.
Kết quả sau 2 tuần nuôi cấy được thể hiện ở bảng 3.3
Bảng 3.3 Ảnh hưởng của 2,4 – D lên khả năng tạo mô sẹo từ lá và đoạn thân non
của cây chanh dây
Nghiệm
thức

Mẫu
mô



8,89f

8,89b

0,00f

Nhỏ

4

37,78e

37,78cd

0,00f

Nhỏ

DL3

6

62,22d

32,22c

30,00d

Lớn


4

96,67a

77,78e

18,89e

Nhỏ

6

100,00a

43,33d

56,67c

Lớn

DL2

DT2
DT3

Lá
non

Đoạn

(Trịnh Thị Lan Anh 2015).

A

B

1 mm

Hình 3.2 Mô sẹo từ đoạn thân non của cây chanh dây
A: Mô sẹo xốp

B: Mô sẹo trong

B

B
A

A

1 mm

Hình 3.3 Mô sẹo từ lá non của cây chanh dây
A: Mô sẹo xốp

B: Mô sẹo trong

16



II. KIẾN NGHỊ
Trong quá trình thực hiện đề tài tôi có một số kiến nghị như sau:
- Cần khảo sát nồng độ BA kết hợp với chất điều hòa sinh trưởng thuộc nhóm
auxin khác nhằm tìm ra môi trường tốt nhất, độ tuổi cây mẹ để rút ngắn thời gian cho
sự phát sinh chồi từ chồi ngọn, chồi nách và mô sẹo chanh dây.
- Cần khảo sát nồng độ AgNO3 bổ sung vào môi trường trong giai đoạn phát
sinh chồi để tăng khả năng kéo dài khi chuyển sang môi trường kéo dài thân.

18


TÀI LIỆU THAM KHẢO
Tài liệu tiếng Việt
Trịnh Thị Lan Anh 2015, Nghiên cứu sự hình thành tế bào đơn cây lan hồ điệp
(Phalaenopsis amabilis) và ứng dụng trong nhân giống, Luận án tiến sĩ sinh học,
trường Đại học Khoa học tự nhiên tp. Hồ Chí Minh.
Nguyễn Thị Quý Cơ, Trần Văn Tiến, Võ Thị Bạch Mai, Trần Trọng Tuấn,
Nguyễn Hải Sơn 2014, Quá trình phát sinh hình thái mô sẹo và chồi của cây long não
(Cinnamomum camphora (L.) Sieb.) nuôi cấy in vitro, Tạp chí Khoa học và Phát
triển, tập 12, 7:1034-1041.
Lê Văn Hoàng 2008, Công nghệ nuôi cấy mô tế bào thực vật, Nhà xuất bản
Khoa học kỹ thuật.
Lê Thị Hồng 2012, Khảo sát khả năng nhân giống hoa anh thảo (Cyclamen
persium) từ cuống lá và thân củ phát sinh từ rễ của hoa anh thảo in vitro, Khóa luận
tốt nghiệp Đại học nghành Công nghệ Sinh học, trường Đại học Đà Lạt.
Lê Văn Tường Huân, Phạm Quang Vũ 2010, Nghiên cứu nhân giống vô tính
in vitro cây chanh dây (Passiflora edulis Sims.) sử dụng đoạn thân mang chồi nách,
Tạp chí Công nghệ Sinh học (Viện Khoa học và Công nghệ Việt Nam), Tập 8, 3:379385.
Phan Xuân Huyên 2016, Bài giảng tóm tắt sinh trưởng và phát triển thực vật,
Trường Đại học Đà Lạt.

novel approach for the definition of the inorganic medium components for
micropropagation of yellow passionfruit (Passiflora edulis Sims. f. flavicarpa Deg.),
In Vitro Cell Dev Biol Plant, 36:527-531.
Ożarowski M 2011, Influence of the physico-chemical factors, plant growth
regulators, elicitors and type of explants on callus cultures of medicinal climbers of
Passiflora L., Herba Pol, 57:58-75.
Prammanee S, Thumjamras S, Chiemsombat P, Pipattanawong N 2011, Eficient
shoot regeneration from direct apical meristem tissue to produce virus – free purple
passion fruit plants, Crop Protection, 30:1425-1429.
Rheinländer, PA 2010, Field guide to common diseases and disorders of passion
fruit in New Zealand, Plant & Food Research Mt Albert, Auckland, New Zealand.
Silva CVd, Oliveira LSd, Loriato VAP, Silva LCd, Campos JMSd, Viccini LF,
Oliveira EJd, Otoni WC 2011, Organogenesis from root explants of commercial
populations of Passiflora edulis Sims. and a wild passionfruit species, P. cincinnata
Masters Plant Cell Tiss Organ Cult, 107:407-416.

20